原生动物实验报告.docx

1、原生动物实验报告动物实验（小鼠）的一般操作技术 一 目的和要求： 通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除 给药途径 麻醉 采血和处死等方法。 二 实验内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别、发情和配种的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除术 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 雄性不育小鼠的制备 三 实验的方法 1 小鼠的抓取： 抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，

2、即可做其他实验操作作用。 2 实验动物性别、发情和配种的鉴定： 1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离性别鉴定： 近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓, 雌性肛门与生殖器之间有一无毛 2 动物仰卧保定，观察乳头。雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。 小沟。 发情鉴定（阴道分泌物检查） 材料：生理盐水，蒸馏水，显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠 原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道膜发生典型的变化。 操作: . 用左手拇指和食指固定小鼠的颈部，将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30

3、ul生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。 2. 将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液器吸头将其均匀涂抹开。 3. 涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。 4. 待其干燥后，先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干燥，待检。 5. 显微镜下观察阴道涂片的变化，见下图。 附：小鼠发情周期阴道细胞的变化小白鼠性周期45天，发情持续时间大约912小时或20小时，排卵是在发情开始后23小时。 配种鉴定：1 阴道栓法 2 涂片检查法。 3 小鼠编号的标记方法： 用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后

4、肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除： 给药途径和方法： 有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉： 麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用戊巴比妥钠40mgkg，根据小鼠的体重给药。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠

5、内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法： 有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 雄性不育小鼠的制备 结扎雄鼠的手术技术，包括麻醉、手术、缝合和术后观察等。 1、雄鼠的麻醉：戊巴比妥钠，以40ml/kg腹腔注射。 2、雄鼠输精管的结扎 1）适合的雄鼠应在6周以上。术前和术后都应注意保持温度，尤其是术后腹部道口散热严重。 2）称重麻醉 3）腹部消毒：

6、用70 的酒精消毒腹部手术部位。 4）剪毛如果鼠毛多，可沿腹中线剪毛。 5）切开皮肤：用钝镊子夹起皮肤，使之离开腹壁。沿腹中线在适当位置开口。注意，要保持剪子向上抬起。 6）切开体壁：用小镊子夹住体壁，提起，使之离开肠管。再用眼科剪子在腹中线轻轻剪1厘米长的切口。注意不要触伤下面的肠管。 7）找到睾丸的的白色脂肪垫，把一侧睾丸从阴囊推入腹腔。用小镊子夹住腹壁切口一缘，找到附于睾丸的白色脂肪垫（体）。 8）取出睾丸，用钝镊子夹住脂肪体，将其轻轻拉出切口，继之睾丸、输精管等也被拉出。不能直接触及或操作睾丸，只能通过操作脂肪体使睾丸移动和定位。 9）结扎输精管：仔细辨认睾丸和附睾，将附睾尾下方的输精

7、管用小镊子夹起，用缝合线在夹起的输精管段的两端结扎，然后在两个结扎部的中间区域剪断。（也可用灼热的小镊子烧断输精管，或者去掉一段输精管）。 10）复位：结扎完后，轻轻牵动脂肪体，使睾丸等复回腹腔。按上述方法结扎另一侧输精管。 11）缝合：外科手术缝合刀口，撒上适量抗生素。术后护理：手术后的雄鼠要认真护理，提高环境温度。一般术后两周后才能使用篇二：动物实验及报告编写要求附模板 动物实验报告要求 第一部分：动物实验概述 应提供-个动物试验的主要内容提要，该提要应包括动物试验题目、研究小组成员、试验动物和研究产品的名称、试验用器械或药物的适应症、试验时间、试验目的、试验方法、试验研究动物、诊断及进入

8、研究的主要标准、试验的产品信息、剂量、给药方式及批号、治疗持续时间、参考的治疗、剂量、给药方式及批号、评价标准（有效性、安全性）、统计方法、实验结论（效能结论、安全性结论、结论）及报告日期。该提要应包括表明结果的数字资料，而不仅仅是文字和p值。 第二部分：实验内容 （一）动物实验一般资料（动物类别选择实验用动物的入选标准和数量、试验用产品等）： （二）动物实验试验方法； （三）所采用的统计方法及评价方法； （四）动物实验评价标准； （五）动物实验试验结果； （六）动物实验试验中发现的副作用及其处理情况； （七）动物实验试验效果分析； （八）动物实验试验验结论； 第三部分：实验 （一）实验名称：

9、要能够明确表达试验内容； （二）实验目的：要直截了当的说明为什么要进行这个试验，解决什么问题，具有什么意义； （三）试验器材：所有仪器、材料应介绍齐全；所用材料、试剂、诱导物对动物有无危害影响说明。 （四）实验动物的选取（动物种类，性别，体重，年龄，品系，级别，健康状况，动物来源及其合格证号）； （五）分析可能影响到动物试验结果准确性的因素以保证试验结果的准确性、可靠性和重复性（环境因素；理化因素；营养因素；居住因素；同种动物间因素；异种动物间因素）； （六）动物实验设计与分组（是否符合对照性、一致性、重复性三原则；该试验选取了什么设计方法，比如单组比较设计、配对比较设计等等；动物随机分组方法

10、应具体描述，如分为两组或者三组或者每个动物一组时具体的操作方法，切忌不可简单的随机二字就带过）。 第三，实验基本技术的描述，包括： （一） 实验动物的抓取与固定（哺乳类与非哺乳类动物的方法不同）； （二） 动物的编号、标记（临时性、半永久性及永久性标记）及去毛（剪毛法、拔毛法、剃毛法、脱毛法）； （三） 若该试验中动物需要麻醉，则采用了何种麻醉类型与方法（全身麻醉方法、局部麻醉方法）以及麻醉药物与麻醉剂用量（挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂），若过量麻醉，复苏和抢救措施是如何实施的； （四） 动物的给药途径与方法：根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法； （五） 动物血液

11、的采集方法（不同部位）； （六） 动物各种体液的采集方法（不同部位）； （七） 常见观察指标的测定与检查方法（生理指标测定方法；生化指标测定方法；血液学指标测定与检查方法；免疫学指标测定方法）； （八） 受试动物的动物实验检查方法（一般检查内容及方法；系统检查及方法；动物脏器组织的活检方法）。 第四，实验过程的描述，又分为药物研究的动物试验、免疫研究的动物试验、有关感染研究的动物试验、有关生殖与胚胎研究的动物试验这几方面。主要从具体试验要求，试验准备，观察指标以及结果 分析与评价来说明。比如在药物长期毒性观察的动物试验方法中，需要对试验要求、观察指标和指标检测时间与恢复期观察三方面考虑，又如动

12、物免疫血清的制备方法中，应对试验准备、免疫程序与效价测定和免疫血清的采集和提纯阐述，再如病毒增殖的动物接种试验里，应该对病毒增殖的鸡胚接种方法和动物感染病毒的接种方法作一描述。 第五，试验结束后，对试验动物的处理： （一） 若试验动物在试验过程中未受到大的伤害，则应对其采取福利措施善后处理，这里就需对处理方法做描述；若产生的伤害使动物及其痛苦，出于人道考虑，应对其采取安乐死，因此安乐死 的方法应说明； （二） 若需剖检，应记录剖检的物品准备，尸体的外部检查情况，脏器采出与检查方法，病理材料的采集和送检方法以及尸体剖检记录。 第六，对动物试验数据的处理和分析结果。 第七，通过该试验，作者还有什么

13、需要值得改进，思考的地方都应说明。 附件： 植入式心脏起搏器产品动物试验 动物试验的基本要求： 动物实验的设计应尽量接近该器械在人体中的预期用途。一般认为犬模型适于用来评价起搏器。建议植入足够数量的动物起搏器，以便于得出有效的结论。 建议与起搏器配合使用的电极需选用已经过注册批准的电极导线，如对新起搏器无法获得批准过的电极导线，则试验时应考虑未经批准的电极导线对试验结果的影响。 二、动物试验的内容 1. 研究目标 感知 评价起搏器对心脏信号（r、p、t波和远场信号）及噪声的感知响应 评价长期感知的稳定性 对感知的p、r波与电生理分析仪的值进行比较 验证在起搏、遥测过程中感知的准确性 对制造商标

14、称的起搏器功能指标进行评估，并对各功能指标进行动物实验的必要性说明。例如模式转换、频率适应房室期间（raav）、起搏、睡眠特性、非竞争性心房起搏、频率等 起搏功能 动物实验结束后，对起搏器的输出与起搏阈值准确性进行检查 如果制造商标称起搏器具有夺获管理功能，应通过诊断趋势评估夺获管理的运行，与手动测量比较和核查异常中断的原因 电极导线阻抗测量 验证电极导线阻抗测量特性在活体环境中能按照设计运行（例如极性确认、极性配置等） 程控的可靠性 验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性，模拟实际使用的各种参数组合、参数调整 抗干扰试验 验证通讯工具、家用电气、安检系统的干扰 植入物检测 在活体环境下手动验证植

15、入物性能特征 感染控制 植入过程应按照临床使用要求在无菌环境下实施。对可疑的植入部位的感染应通过对潜在病原体的培养和鉴定以进行评价 植入位置验证 对植入起搏器的位置的确认可采用x射线成像术证明 2. 动物选择及试验过程 实验基本条件： 具备外科无菌手术条件，建议采用试验用犬。 模型制备: 建议采用射频消融术、化学消融或外科手术等技术建立犬房室传导阻滞（avb）动物模型，建议每个型号的植入性起搏器实验动物应在9只或以上。以体表心电图和腔内心电图显示房室分离即视作达到手术终点。两组动物在手术后应用体表心电图和/或holter 随访观察4 周。 模型稳定性的评价:在手术4周后随访体表心电图仍稳定地表

16、现为房室传导阻滞（avb），显示p、ors 波分离。 起搏器植入方法及时间： 按照人体临床使用的永久性起搏器植入方法进行植入，至少植入8周。 当对已上市的设备增加的新功能进行动物试验时，制造商可根据新增产品功能的具体实际情况酌情选择试验动物数量，但是其得到的试验结果应能支持其设备新功能的临床安全有效性。 3. 试验需纪录的电生理指标： 检测起搏器植入即刻及随访1、2、3、4周时以0.5脉宽刺激时的阈值。 起搏参数及监护参数：包括起搏器的电性能指标和起搏模式。 动物的生理指标监测及试验后起搏器外观和植入部位的情况分析。 三、动物试验分析评价及结论 制造商需对取得的动物试验数据进行最终的风险分析及

17、评价，并得出研究结论。在试验时应对试验动物使用生理参数监护仪，监测动物的生理指标。试验结束后，取出起搏器并对起搏器外观和植入部位进行分析。动物心脏应被完整切离并检查是否存在任何病变和或损伤。提供描述手术前后动物活动情况的摘要。 建议进行以下方面评价，记录、分析检测数据以验证设备的功能、特性、安全性： 感知 评价长期（1个月）感知的稳定性； 对感知的p、r波与电生理分析仪的值进行比较； 验证在起搏器起搏、遥测过程中的准确性； 对起搏器具有的特殊功能进行评价。 夺获管理 通过诊断趋势评估心房夺获管理、左右心室夺获管理的运行情况，与手动测量比较、检查异常的原因。 电极导线阻抗测量 验证长期（1个月）

18、电极导线阻抗趋势的稳定性 验证电极导线测量特性在活体环境中能否按照设计运行。 4.程控的可靠性 验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性,模拟实际使用的各种参数组合参数调整 5.抗干扰试验 验证通讯工具、家用电器、安检系统等外界干扰的影响程度 6.植入性检测: 在活体环境下用程控仪验证植入物性能特征。 7.感染控制 植入过程中应按照临床使用要求在无菌环境下实施.对可疑植入部位的感染通过对潜在病原体的培养和鉴定加以评价. 8.植入部位验证 对起搏器植入部位采用x射线成像术证明确认.篇三：草履虫实验报告 一实验课题名称 草履虫种群在有限环境中的逻辑斯谛增长测定 二文献综述（列出参考文献） 草履虫是一种身

19、体很小，圆筒形的原生动物，它只有一个细胞构成，是单细胞动物，雌雄同体。喜生活在有机物丰富的池塘、水沟、洼地等，尤喜生活于细菌丰富的水中【1】。国内一些学者对草履虫的研究颇多，其中，对草履虫培养和观察方面已有一定研究，候勇，张会芳等对几种常用草履虫培养和观察方法进行了整理并作了一定改进 【2】。郭祖宝介绍了几种配制草履虫培养液的材料【3】，还有学者对草履虫的逻辑斯谛增长方程参数进行了测定【4】。 因为环境是有限的，生物本身也是有限的，所以大多数种群的j字型生长都是暂时的，一般仅发生在早期阶段，密度很低，资源丰富的情况下。而随着密度增大，资源缺乏，代谢产物积累等，环境压力势必会影响到种群的增长率r

20、，使r值降低。 与密度有关的种群连续增长模型，比与密度无关的种群连续增长模型增加了两点假设：（1）有一个环境容纳量，通常以k表示，当nt=k时，种群为零增长，即dn/dt=0.（2）增长率随密度上升而降低的变化是按比例的。每一个体利用空间为1/k，n个体利用n/k空间，剩余空间为1- n/k。按此两点假设，种群增长曲线是s型。s型曲线有两个特点：?曲线渐近于k值，即平衡密度。?曲线上升是平滑的。 产生s型曲线的最简单数学模型是生态学发展史中著名的逻 辑斯蒂方程。逻辑斯蒂曲线常划分为5个时期：(1)开始期，由于种群个体数很少，密度增长缓慢；(2)加速期，随个体数增加，密度增长逐渐加快；(3)转折

21、期，当个体数达到饱和密度一半，即k的一半，密度增长最快；(4)减速期，个体数超过k/2以后，密度增长逐渐变慢；(5) 【5】 饱和期，种群个体数达到k值而饱和。 本次开放性实验，我们也对草履虫种群在有限环境中的逻辑斯谛增长进行了测定。 参考文献： 【1】朱艳芳，朱力力 草履虫的培养研究【j】 淮北煤炭师范学院学报 1672-7177(2010)04-0044-05 【2】 候勇，张会芳，刘军英，郑发科 几种常用草履虫培养和 观察方法及改进【j】 四川动物 2009，1000- 7083(2009)03-0450-02 【3】 郭祖宝 介绍几种配制草履虫培养液的材料【j】 生物学 教学 2010

22、，第9期，35卷 【4】 张燕 胡丹 王健 实验草履虫时滞型逻辑斯谛增长方程参 数的测定【j】2010,12 【5】 牛翠娟，娄安如，孙儒泳，李庆芬 基础生态学【m】 高 等教育出版社 2007，12 三实验目的和要求 1.了解种群在有限环境中的增长方式，理解环境对种群增长的限制作用。 2.学习种群大小的检验、种群增长模型的建立、参数的估计以及种群增长曲线的拟合等实验技术。 四实验条件（包括实验材料、药品、仪器设备等） 1.实验材料：水沟里的草履虫（paramecium caudatum）. 2.鲁哥氏固定液 3.显微镜，凹玻片，100ml锥形瓶，1ml移液管，量筒，纱布，橡皮筋 五实验原理与

23、方法 世代重叠种群在无限环境中呈现j型增长。但在现实生态环境中，种群不可能长期而连续地按指数增长，往往受到有限的环境资源和其它必要生活条件的限制。随着密度的上升，种内竞争加剧，必然会影响种群的出生率和死亡率，使种群每员瞬时增长率随着密度上升而下降，一直到种群停止增长，甚至使种群数量下降，增长曲线呈现s型。 草履虫在1820环境中，每天分裂1次，种群增长速度快。草履虫主要以细菌为食，同时也吞食有机质。草履虫个体较大，观察计数方便，适于初学者完成实验操作。 六实验方案或实验步骤设计 1、准备草履虫原液从湖泊或水渠中采集草履虫。 2、制备草履虫培养液 称取干稻草5g，剪成34cm长的小段。 在100

24、0ml烧杯中加水800ml，用纱布包裹好干稻草，放入水中煮沸10 分钟，直至煎出液呈淡黄色。或者根据学生的人数多少制备一定量的稻草培养液。 将稻草煎出液置于室温下冷却后，经过过滤，即可作为草履虫培养液备用。 3、确定培养液中草履虫种群的初始密度 用0.1ml移液管吸取0.1ml草履虫原液于凹玻片上，当在实体显微镜下看到有游动的草履虫时，再用滴管取一小滴鲁哥氏固定液于凹玻片上杀死草履虫，在实体显微镜下进行草履虫计数。 按上述方法重复取样4次，对4次计数的草履虫数求平均值，并推算出草履虫原液中的种群密度。 取冷却后的草履虫培养液50ml，置于50ml烧杯中。经过计算，用移液管吸取适量的草履虫原液放

25、入培养液中，使培养液中草履虫的密度在510只/ml左右。此时培养液中的草履虫密度即为初始种群密度。 用纱布和橡皮筋将实验用的烧杯罩好，并做好本组标记，放置在0c的光照培养箱中培养。 4、定期检测和记录 在实验开始后8天内，每天定时对培养液中的草履虫密度进行检测，具体方法同方法与步骤3中的（）和（），求出其平均数。将每天的观测数据记录在观测数据记录表中 环境容纳量的确定 将8天中得到的草履虫种群大小数据，标定在以时间为横坐标、草履虫种群数量为纵坐标的平面坐标系中，从得到的散点图中不仅可以看出草履虫种群大小随时间的变化规律，还可以得到此环境条件下可以容纳草履虫的最大环境容纳量。通常从平衡点以后，选

26、取最大的一个，以防止在计算ln(kn)/的过程中真数出现负值。 最大环境容纳量还可以通过三点法求得。三点法的公式为： k=2n1n2n3-n22(n1+n3)/(n1n2-n22) 式中：n1，n2，n3，-分别为时间间隔基本相等的三个种群数量，要求时间间隔尽量大一些。 瞬时增长率的确定 瞬时增长率可以用回归分析的方法来确定。首先将ogistic方程的积分式变形为 （k-n）/n=ea-rt 两边取对数，得：ln(k-n)/n)=a-rt 如果设y= ln(k-n)/n)，b=-r，x=t，那么ogistic方程的积分式可以写为：y=a+bx 这是一个直线方程，只要求出a和b，就可以得到ogi

27、stic方程。 根据一元线形回归方程的统计方法，a和b可以用下面的公式求得： a=y-bx b=*(xi-x)( yi-y)+/ (xi-x)2 将求得的a、r和k代入ogistic方程，则得到理论值。在坐标纸上绘出ogistic方程的理论曲线。看看理论曲线与实际值是否拟篇四：实验动物学实验报告 实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和

28、固定 1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部 1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 1.3同样操作将大鼠抓取和固定 2、 性别鉴定： 2.1抓取和固定小鼠 2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其 他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 3.1 灌胃法 3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。 3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液 吸好），将针头从口角插入口腔

29、内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 3.1.3用大鼠重复同样操作 3.2 注射给药 3.2.1皮下注射 3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 3.2.1.3用大鼠重复同样操作 3.2.2腹腔注射 3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上， 3.2.2.2右手持

30、注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿 45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 3.2.2.3用大鼠重复同样操作 3.2.3尾静脉注射 3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 3.2.3.2用 75酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张， 3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手 持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。 3.2.3.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。 3.2.3.4用大鼠重复同样操作 4取血 4.1内眦取血： 4.1.1左手固定小鼠，食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后动静脉充血。 4.1.2右手持毛细采血管，以 45 度从内眼刺入，并向下旋转，感觉刺入血管后，再向外边退边吸，使血液顺承血管自由流入小管