血培养.docx

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血培养

临床微生物实验室血培养操作标准

1范围

本标准规定了血培养标本临床微生物检验的技术要求。

本标准适用于开展血培养的临床微生物实验室。

2术语

一套血培养：

从同一穿刺点同时采集的血液标本，分别注入需氧和厌氧培养瓶；

静脉输液缸：

一种植入皮下，可长期留置在体内的静脉输液装置；

HACEK菌群：

嗜沫嗜血杆菌、人心杆菌、啮蚀艾肯菌和金氏金菌；

血培养污染率：

一般由凝固酶阴性葡萄球菌、革兰阳性棒状杆菌、座疮丙酸杆菌和微球菌等污染引起的阳性瓶占总送检瓶数的比例。

3导言

人体血液中有很多物质，包括溶菌酶、白细胞、免疫球蛋白、补体等，可在几分钟内将入侵血流的微生物清除。

当微生物感染超出人体免疫系统的防御能力时，人体将不能将微生物局限于原始感染的部位，或在治疗中不能通过切除、引流等措施清除感染源，那这些微生物将侵入血液迅速繁殖形成菌血症或真菌血症。

一过性菌血症常发生于对感染病灶的外科处理、黏膜的创伤操作和易污染的外科手术，亦可发生于感染性心内膜炎等血管内膜感染以及伤寒和波浪热的最初几周。

菌血症是临床急症，应尽快采集血液进行培养。

血培养是对入住急诊科、ICU患者、移植患者以及静脉插管患者的败血症进行早期诊断的一种方法，并根据阳性血培养病原菌的药物敏感性试验，可为临床医生提供最佳的抗菌药物治疗方案，对降低病死率有很大的帮助，血培养对于临床诊断和预后评估也有重要的意义。

4血样采集和培养瓶接种

4.1采血指征

可疑感染患者出现以下一种或几种特征时，可考虑采集血培养：

发热（≥38℃）或低温（≤36℃）寒战，白细胞计数增多（计数>10.0×109/L，特别有“核左移”时）或减少（计数<3.0×109/L）,皮肤黏膜出血，昏迷，多器官衰竭，血压降低，C反应蛋白、降钙素原（PCT）、1，3－β－D－葡萄糖（G试验）升高及突然发生的急性呼吸、体温和生命体征改变。

4.2采血时间及套数

4.2.1采血时间

推荐在寒战或高热高峰前后采集，用抗菌药物之前采集。

4.2.2血培养套数

应同时采集2~3套培养瓶，2~5天内无需重复采集血培养。

只有在怀疑感染性心内膜炎或其它血管内感染（如导管相关性感染）时，才能必要间隔多次采集血培养。

对于新生儿，采集一瓶儿童需氧瓶，建议同时做尿液和脑脊液培养。

4.3采血量

成人每瓶采血量8~10ml，儿童1~15ml，但不应超过患儿总血量的1％。

血液和肉汤之比为1：

5~1：

10。

新生儿0.5ml。

4.4需氧瓶和厌氧瓶间的血液分配

4.4.1采血量充足的患者

推荐配套采集需氧瓶和厌氧瓶，将血液先注入厌氧瓶，后注入需氧瓶。

4.4.2采血量不足的患者

应将足量血标本先注入需氧瓶，再将剩余血液注入厌氧瓶。

有利于分离出真菌、铜绿假单胞菌和嗜麦芽窄食单胞菌。

4.5血培养采集程序

4.5.1采集血培养标本之前首先做好手卫生。

静脉穿刺点选定后，去除血培养的朔料瓶帽，切勿打开金属封口环和胶塞，使用70％异丙醇或75％乙醇消毒，自然干燥60s；

4.5.2在穿刺前或穿刺期间，防止静脉滑动，可戴无菌乳胶手套固定静脉；

4.5.3穿刺点皮肤消毒；

4.5.3.1三步法

1）75％酒精擦拭静脉穿刺部位，待干30s以上；

2）1％~2％碘酊作用30s或10％碘伏60s，从穿刺点向外画圈消毒至消毒区域直径达3cm以上；

3）75％酒精脱碘：

对碘过敏的患者，用75％酒精消毒60s,待酒精挥发干燥后采血。

穿刺点消毒后不可再接触。

4.5.3.2一步法：

0.5％葡萄糖酸洗必泰作用30s（不适用于2个月以内的新生儿），或70％异丙醇消毒后自然干燥。

4.5.4用注射器无菌穿刺取血后，勿换针头（如果行第二次穿刺，换针头），直接注入血培养瓶，不可将抗凝血注入商品化培养瓶。

4.5.5血液接种到培养瓶后，轻轻颠倒混匀以防血液凝固。

4.5.6完成工作后洗手。

5血培养瓶运送

血培养瓶应尽快送至实验室孵育或上机，如果运送延迟，应在血液接种后尽快35~37℃孵育，切勿冷藏或冷冻。

如果病房没有孵箱，血培养瓶应置于室温，而非冷藏或冷冻。

6血培养标本的接受收与拒收标准

6.1实验室工作人员在收到标本之后应观察血培养瓶生长指示信号，如果指示有细菌生长，则应进行涂片镜检。

6.2血培养瓶一般不予拒收，如发现以下情况：

血培养瓶标识错误或没有标识，破碎，损坏，渗漏，凝血等情况，应及时与临床联系。

7实验室操作方法及流程

7.1影响检出率的关键因素

7.1.1培养基

胰酶消化的大豆肉汤（TSB）是应用最广泛的基础培养基，脑心浸液、哥伦比亚布鲁氏、硫醇基乙酸盐和添加蛋白胨肉汤也是较常见的用于需氧菌和厌氧菌的培养基。

Middlebrook肉汤可增强分枝杆菌的复苏能力。

7.1.2添加剂

抗凝剂茴香脑磺酸钠（SPS），能中和溶菌酶，抑制吞噬作用，使部分氨基糖苷类失活，抑制部分补体串联。

浓度为0.025~0.05％，有些浓度低到0.006％。

SPS会抑制部分细菌生长，包括奈瑟菌属、厌氧消化链球菌、卡他莫拉菌和阴道加德纳菌。

除了营养肉汤可稀释血液以及SPS可降低血中抗生素对细菌的抑制作用外，某些血培养瓶中加入了抗生素中和或吸附剂，如树脂。

抗凝剂肝素、EDTA和柠檬酸盐对微生物有毒性，不能用于培养瓶中。

7.1.3孵育条件

7.1.3.1温度：

35~37℃孵育。

7.1.3.2气体：

出厂的血培养瓶中的气压低于大气压以保证能注入足量血液。

有些手动系统，培养瓶必须用针制造一个需氧的气体环境。

厌氧瓶顶端的气体中含有二氧化碳和氮气。

7.1.3.3自动化血培养系统每间隔一定时间检测需氧和厌氧瓶中微生物生长信号。

当有阳性信号时进行处理（详见9：

血培养阳性结果处理和报告程序）。

对于已经培养5d的阴性瓶不需要常规盲传或终点转种。

7.2血培养方法

7.2.1手工血培养

7.2.1.1传统肉汤培养

需氧培养基：

脑心浸液肉汤、哥伦比亚肉汤或胰酶消化大豆肉汤；微需氧或厌氧培养基：

硫醇或硫基乙酸盐。

苛氧菌培养需添加溶血素、维生素k1，L型半胱氨酸。

抗凝剂采用0.025~0.05％的SPS。

推荐添加树脂中和抗菌药物。

肉汤的体积为18~100ml。

7.2.1.2双相培养基

同时含有琼脂和肉汤的血培养瓶，可用于成人或儿童患者的需氧菌、厌氧菌和分枝杆菌培养。

培养瓶需要垂直孵育，同时观察肉汤和琼脂表面有无微生物生长。

7.2.1.3溶血离心法

溶血离心法是将微生物从溶解的血液中释放出来后，通过离心将其与血液成分分离，因浓度不同而聚集在收集管底层的一种血培养方法。

从溶血离心管底层沉淀物转移至固体培养基进行孵育。

7.2.1.4孵育时间：

手工法推荐35～37℃孵育7d，一些缓慢生长的苛氧病原菌（巴尔通体、李斯特菌属、布氏杆菌属和奴卡氏菌属）和双相真菌可能需要更长的孵育时间。

手工法需要每天观察培养状态，如无生长迹象后摇动再孵育。

7.2.1.5检测的频率和转种：

手工法需每天或更频繁的观察微生物肉眼可见的生长，应特别注意孵育48h内的生长迹象。

检测培养时需明亮的荧光灯或白炽灯，观察浊度、溶血、产气、表面菌落形成和血液颜色的改变，发现有微生物生长迹象进行涂片革兰染色和转种，根据涂片染色结果选择培养基类型。

7.2.2自动化培养

原理：

通过电子感应器检测微生物生长代谢的CO2浓度、监测其生长。

孵育时间：

35～37℃孵育5d，包括布鲁菌属、嗜血杆菌属、放线菌属、心杆菌属、埃肯菌属、金氏杆菌属和营养变异性链球菌（乏氧菌属和颗粒链球菌属）也可检测出来。

某些缓慢生长的苛氧菌（巴尔通体、李斯特菌属和奴卡菌属）和和双相真菌可能需要更长的孵育时间。

血培养仪阳性报警后，立即进行涂片革兰染色和转种，根据镜检结果决定转种的培养基类型。

对于已使用抗菌药物治疗的患者，建议采用含树脂等中和物质的培养瓶，可提高细菌的检出率、缩短检出时间。

7.2.3真菌血液培养

7.2.3.1危险人群

真菌血症与创伤性或消化道粘膜溃疡、广谱抗细菌药物的应用、静脉营养、中心静脉插管和免疫抑制剂使用有关。

血培养中最常分离的酵母菌，包括白念珠菌、光滑念珠菌、热带念珠菌、近平滑念珠菌和新型隐球菌，其它念珠菌（如克柔念珠菌、葡萄牙念珠菌和季尔蒙念珠菌）、糠秕马拉色菌、红酵母属和毛孢子菌属分离率较低。

马内菲青霉素是最常见的双相真菌。

荚膜组织胞浆菌、皮炎芽生菌、粗球孢子菌、镰刀菌、赛多孢菌、外瓶菌、喙枝孢霉菌少见，多在AIDS、血液恶性肿瘤、骨髓及器官移植和其它严重的免疫缺陷疫病的患者中分离出。

7.2.3.2培养条件

酵母菌在需氧瓶中易生长。

摇动肉汤培养可提高酵母菌的检出率，对于全自动商品化血培养系统或手工培养系统孵育最初24h的机械摇动都可实现。

多数酵母菌孵育2～5d可检测出，某些酵母菌（如光滑念珠菌和新型隐球菌）可能需要延长孵育时间。

糠秕马拉色菌需要在培养基中添加树脂（如橄榄油）。

如果怀疑双相真菌或丝状真菌感染，孵育时间可能需要延长至2～4周。

7.2.3.3方法—手工检测法

真菌血症检测的手工培养瓶包括：

1）营养肉汤培养瓶，2）双相培养瓶，3）溶血离心培养瓶。

酵母菌应用这三种培养瓶都可检测出，但是双相真菌和丝状真菌只能用双相培养瓶和溶血离心培养瓶可靠检测。

双相培养瓶在酵母菌、双相真菌和丝状真菌的培养中可以应用，其中双相真菌需孵育4周时间。

双相培养瓶在孵育的最初24h内，应轻轻摇动。

双相真菌和丝状真菌在溶血离心培养基中的检测时间要早于其它手工血培养系统，离心浓缩的血液沉淀物应接种到多种琼脂培养基，27～30℃和35～37℃同时孵育。

7.2.3.4方法—自动化检测法

建议采用专用真菌血培养瓶，可提高酵母菌的检出率、缩短检出时间。

7.2.4分枝杆菌血培养

7.2.4.1危险人群

分枝杆菌血症易发生在免疫抑制患者中，如AIDS、白血病、多发性骨髓瘤和其它恶性肿瘤、接受高剂量类固醇激素或细胞毒性化疗和长期的血管置管的患者。

最常分离的是结核分枝杆菌和鸟分支杆菌复合体。

其他缓慢生长分枝杆菌，包括堪萨斯分支杆菌、猿分枝杆菌、蟾蜍分枝杆菌和日内瓦分枝杆菌也已分离到。

快生长分枝杆菌引起的菌血症（如偶发分枝杆菌、龟分枝杆菌和脓肿分枝杆菌）与长时间的置留中心静脉导管和人工植入物感染相关。

7.2.4.2培养条件

分枝杆菌不是专性苛氧菌，如果孵育时间延长，也能够在普通血培养肉汤中生长。

血培养中分枝杆菌的最佳培养方式是在肉汤中添加脂肪酸（如不饱和脂肪酸）、白蛋白和CO2。

分枝杆菌有些种（日内瓦分枝杆菌和嗜血分枝杆菌）生长时需要添加剂（分枝杆菌生长素、溶血素、血红蛋白或柠檬酸铁胺）。

由于分枝杆菌繁殖缓慢，所有培养应至少孵育4～6周。

7.2.4.3方法—手工检测法

血标本在接种前，必须通过溶血素释放细胞内的菌体。

应使用含有抗凝剂的无菌管（如SPS、肝素和柠檬酸盐，但不能使用EDTA）或者溶血离心管收集。

全血不能直接接种于不含溶血素的固体培养基或肉汤。

用溶血离心管收集的血标本可接种在各种固体、肉汤或双相培养基上；但固体培养基上培养效果不如肉汤和双相系统。

阳性标本在双相培养系统中生长速度慢于自动化培养系统。

7.2.4.4方法—自动化检测法

自动化系统的培养基中添加了各种生长因子和抑制杂菌生长的抗菌药物。

不同系统在检测时间上有差别。

建议采用分枝杆菌专用血培养瓶，以提高阳性率。

8血培养安全防护

对所有标本操作都应采取生物安全防护措施，血培养中的病原菌可能通过呼吸道或直接接触污染实验室工作人员的皮肤、眼或者粘膜引起感染。

另外，工作人员间接暴露于污染的物体表面或分离到的病原菌，有实验室获得感染风险，需要个人防护用品及微生物安全柜等设备。

8.1实验室获得感染途径

针刺伤病毒感染、包括乙肝病毒、丙肝病毒和HIV；皮肤粘膜暴露是肝炎病毒和逆转录病毒感染的主要途径，而其它的主要途径是气溶胶或微滴。

8.2防护措施

8.2.1洗手

洗手是预防实验室获得感染的关键要素。

在戴手套前、摘手套后、工作结束后、离开实验室和进入清洁区时，都必须洗手。

如直接接触血液或任何潜在的感染性物质后必须立即清洗暴露部位。

8.2.2防护屏障

采集血培养时应戴手套，采集下一患者时必须换手套。

血液污染手套、有破损迹象或失去防护作用时，必须及时更换。

在接收和处理标本时，需要戴手套。

可能发生血液或其它感染性物质喷溅的情况下，需要面部防护。

在没有安全柜的情况下，血培养操作和检验时需要穿防水、长袖、前面封闭的隔离服。

存在任何可见污染时立即脱去。

污染的隔离服必须作为生物危险垃圾丢弃或严格按流程清洗。

离开实验室或去实验室内的清洁区时要脱去隔离服。

8.2.3生物安全柜

在处理阳性血培养瓶时，须在Ⅱ级生物安全柜中进行。

8.2.4灭菌、消毒和去污染

采集和处理血培养标本时可能会污染仪器设备及环境表面，实验室操作程序中必须包括如何防止和控制感染性物质溢洒。

运送标本的人员必须经过培训，运送容器必须能够防止感染性物质溢洒和血培养瓶破损。

若溢洒的感染性物质可经呼吸道传播，溢洒处的房间必须关闭至少30分钟以上使微滴沉降。

在清理溢洒时必须穿戴合适的个人防护装备，包括防护服、手套和面罩。

清理溢洒物中有破碎玻璃或锐器时，须戴防刺伤的手套。

气溶胶已经形成或呼吸道传播危险性高（如结核分枝杆菌）时，必须戴N95口罩。

地面大面积溢洒时必须穿防水鞋。

根据溢洒物的量、类型、可能含有的传染性物质及其浓度和污染表面的类型，来制订实验室具体处理措施。

一般需要包括以下要素：

●容器及吸收物质

●用水溶性清洁剂去除残留的溢洒物

●用快速医用消毒剂如自制漂白剂稀释液冲洗表面污染。

浓度和作用时间取决于污染表面的类型。

●擦去消毒剂并用水擦洗

●表面干燥防止滑倒

●去污染用的材料、所有被污染且不能有效去污染的物质都必须处理

8.2.5标准防范措施

所有实验室员工必须接受基本原理及标准防护措施的操作培训。

相关的安全防护措施包括以下内容：

●尽可能减少注射器及锐器的使用

●必须使用注射器时，应避免回套针帽

●若用注射器采集血液，将血液直接注入血培养瓶，无需更换针头。

注射器使用完毕后，应将针头放入锐器桶，不可重复使用。

●使用后的注射器或其他锐器如需转运，必须装入锐器桶内

8.2.6实验室意外事故控制

在污染区域采取能使实验室人员暴露风险最小化的控制程序：

禁止在污染区用嘴吹吸移液管、咬指甲、抽烟、饮食、摘戴隐形眼镜、手或其他环境表面与眼、鼻、嘴接触等。

可能发生溢洒喷溅的操作，必须在生物安全柜中进行。

离心机推荐使用带有生物安全罩的转子或离心桶。

尽可能采用螺口密封的塑料离心管，使用前仔细检查塑料离心管有无损坏的迹象。

转子或离心桶及离心的样本应在生物安全柜中打开，因样本中可能含有经空气传播的病原体。

在打开转子或离心桶前，检查内部离心管有无损坏。

8.2.7呼吸防护

实验室人员暴露于经空气传播的高危险性物质中时必须进行呼吸防护，特别接触患感染性疾病的患者及其标本或实验室菌株（如分枝杆菌）。

个人防护面罩应有效过滤小至1μm的微粒，应该有不同尺寸的面罩。

8.2.8设备与耗材

接触患者标本或感染性物质的任何设备，在日常维护、丢弃或修理前，应定期去污染。

干燥的血迹应视为与液体血迹传染性相同。

未污染的耗材和试剂必须与患者标本及培养物分开存放。

血培养物或菌株必须规范保存。

8.2.9安全培训

对实验室员工进行最初的安全培训及后续的能力评估，需要有效涵盖所有实验室活动。

实验室质量保证体系的核心内容应包括培训、检测、事故报告、安全相关文件。

8.3血培养相关特殊注意事项

8.3.1标本的采集

检查血培养瓶在使用前是否完好无损、是否过期。

8.3.2标本运送和保存

采用密封的塑料袋和硬质防漏的容器运送标本；若必须运送到参考实验室，需使用符合生物安全规定的包装。

8.3.3标本处理

所有标本必须在生物安全Ⅱ级防护下处理。

疑为高致病性病原体如结核分枝杆菌、布鲁菌属、弗朗西斯菌属、鼠疫耶尔森菌、类鼻祖博克霍尔德菌阳性的血培养瓶进行传代培养时，处理操作需按生物安全Ⅲ级防护进行。

疑为脑膜炎奈瑟菌的菌株必须在生物安全柜中处理。

9血培养结果的处理及报告程序

9.1血培养阳性处理及报告程序

血培养阳性（包括手工培养法和自动化检测法）应作为实验室危急值进行报告。

阳性结果要及时报告临床医师，并采取三级报告形式。

9.1.1一级报告

对于阳性血培养，要立即进行图片和革兰染色，并报告给临床医师，包括：

患者姓名、阳性血培养瓶类型、瓶数、报警时间、涂片革兰染色特性及形态，询问患者目前感染情况和抗菌药物使用情况并记录，可以向医师提出治疗建议。

此外，还应记录报告时间、接收报告者信息和报告者信息。

同时将阳性血培养液传种适当培养基。

各单位可以根据自身医疗需求，决定是否基于涂片结果用培养液进行直接药敏试验。

9.1.2二级报告（补充报告）：

第二天将初步鉴定结果回报医师。

如进行直接药敏试验，应回报药敏结果。

9.1.3三级报告（终报告）：

包括菌种名称、血培养阳性时间（以小时计算）和标准药敏实验结果。

9.2血培养阴性报告程序

9.2.1报告内容：

血培养经过XX天培养阴性，自动化仪器细菌培养一般设定周期为5d、真菌14d、分枝杆菌42d；手工法细菌培养一般周期为7d、真菌14d、分枝杆菌60d。

9.2.2可以在72h培养阴性后，进行初步报告，但应说明“培养3d阴性，标本将延长培养XX天，如为阴性不重复报告”。

如果72h后阳性，应按血培养阳性报告程序处理，与临床沟通并补发阳性报告。

9.2.3建议手工法血培养在报告培养阴性前，应将血培养液盲传至血琼脂平板和巧克力平板，于CO2培养箱内孵育24h，培养阴性后方可报告。

10血培养质量控制

10.1检验前指控

10.1.1患者评估：

是否符合采血指征。

10.1.2血培养申请：

申请单位应明确标识患者基本信息、申请医师信息、标本类型、申请项目、临床诊断、采血时间，并尽可能提供其它治疗相关信息，如抗菌药物。

10.1.3标本采集

严格执行血培养标本采集程序。

推荐采集静脉血，除评估导管相关性血流感染外，不推荐采集导管血。

进行血培养时推荐单独采血，如果与其它检测项目同时采血，应首先接种血培养瓶，以避免污染。

实验室应定期对血培养污染率进行评估，污染瓶数应控制在5%以下。

如超过此标准，则应与临床进行沟通，并采取相应控制改进措施。

10.1.4标本转运

建议血培养在采集后尽快送至实验室进行培养，特殊情况下，延迟上机间隔不应超过12h，延迟上机会影响血培养检出率及阳性报警时间。

标本运送条件应符合生物安全要求，室温运送，不可冷藏或冷冻。

10.1.5标本接收和处理

实验室收到血培养瓶后，需尽快接收并评估标本质量（采集时间、培养瓶内血标本量、瓶数、转运时间和条件、申请单信息和标识）并记录，立即孵育。

实验室应有紧急预案，如在常规培养系统出现问题时，如何对标本处理和孵育。

实验室接收到不合格的血培养标本时，需尽快告知申请医师或病房。

以下情况的血培养标本，可以接收但是需要告知医师：

●采血量不足；

●血培养套数或瓶数不够；

●仅接种需氧或厌氧瓶。

10.2检测中质控

培养系统的性能验证，自制培养瓶的室内质控，革兰染色、鉴定试剂、仪器、培养基质控和药敏试剂质控，结果审核和报告解释。

实验室应对每个项目的质量控制，制订详细的SOP。

10.3检测后质控

实验室应对阳性血培养涂片口头报告。

应建立初步药敏报告和最终报告审核制度，并进行定期汇总分析，对实验室信息系统（LIS）需进行传输和性能验证。

实验室应对以上项目制订SOP。

11儿童血培养

一般情况下只采集需氧瓶。

有以下高危因素时应该也考虑使用厌氧瓶：

其母亲产褥期患腹膜炎的新生儿，慢性口腔炎或鼻窦炎，蜂窝组织炎，有腹腔感染的症状和体症，咬伤，接受类固醇治疗的粒缺患者。

儿童的皮肤消毒：

2个月以下的患儿使用70%异丙醇。

2个月以上的儿童可使用洗必泰或参考成人血培养皮肤消毒程序。

儿童采血量少是由于：

1.儿童总血容量少；2.采血困难；3.发生菌血症的儿童其血液中细菌浓度较高。

对于婴幼儿，用于血培养的血量不应超过患者总血量的1%。

评估儿童导管相关性感染，应同时采集外周血和导管血。

12导管相关性血流感染

导管相关性血流感染（CRBSI）主要的危险因素包括：

导管的类型、导管放置时间和插管部位。

用于诊断CRBSI的方法包括：

导管片段半定量和定量培养；比较外周血与导管血培养；外周血与导管血的定量培养；外周血与导管血培养不同阳性报警时间。

12.1对于短期外周导管的建议

采集2套外周静脉血培养。

无菌操作拔出导管，采用Maki半定量法进行培养，导管尖片段长度应达到5cm（通常导管的外表面有细菌定植，可以引起感染）。

培养结果解释如下：

如果1套或1套以上血培养阳性，并且导管片段培养阳性（半定量，≥15个菌落），血培养与导管培养菌种相同，提示为CRBSI。

如果1套或1套以上血培养阳性，并且导管片段培养阴性，无法判断；但是如果血培养分离株为金黄色葡萄球菌或白色念珠菌，并且没有其它明确的感染源，仍然提示为CRBSI。

如果2套血培养阴性，但导管片段培养阳性，提示为导管定植。

如果2套血培养和导管片段培养均为阴性，不可能是CRBSI。

12.2对于非隧道式和隧道式中心静脉导管及静脉输液港（VAP）的建议

至少采集1套静脉外周血培养，同时应尽快采集等量的1套导管血培养。

12.2.1对于保留导管的患者，血培养结果解释如下：

如果2套血培养得到的菌株其鉴定结果和药敏谱均相同，并且没有其它明确感染源，提示CRBSI。

如果2套血培养均阳性并且分离的菌株相同，导管血阳性报警时间比外周血阳性报警时间早≥120min，又没有其它明确感染源，则提示为CRBSI。

（如果导管血阳性报警时间比外周血阳性报警时间早＜120min，2套血培养获得鉴定与药敏谱相同的分离株，仍有可能为CRBSI）。

如果2套血培养阳性，导管血中菌量为外周血中菌量的5倍以上，并且没有其它明确感染源，提示为CRBSI。

这种方法要求采用手工定量血培养系统，如裂解离心法。

如果仅仅是导管血培养阳性，不能判断为CRBSI，提示导管有细菌定植或采血过程有污染。

如果仅仅是外周血培养阳性，不能确定为CRBSI。

但是如果分离到得菌株为金黄色葡萄球菌或念珠菌属，并且没有其它明确的感染源，也可能为CRBSI。

要确定是否为CRBSI需要进行导管片段半定量或定量培养，分离到相同菌株，或者另外导管血或外周血分离到相同的菌种，并且没有其它明确的感染源。

如果2套血培养均为阴性，不太可能为CRBSI。

如果已经决定拔出患者导管，应通过2次独立的外周静脉穿刺，采集2套血培养。

拔出可疑导管，无菌操作剪下导管尖端5cm进行Maki半定量法培养。

12.2.2对于决定拔出可疑导管的患者，血培养结果解释如下：

如果1套以上血培养和导管片段培养阳性，并且菌种鉴定与药敏谱相同，则可能为CRBSI。

如果1套以上血培养阳性且导管片段培养阴性，若血培养阳性株为金黄色葡萄球菌或念珠菌，则有可能为CRBSI。

如果需要进行确认，要求进一步采集其它外周血培养，获得阳性且为同一菌种，没有明确的感染源，即为CRBSI。

如果血培养阴性，导管片段培养阳性，提示定植，不是CRBSI。

如果外周血培养和导管片段培养均为阴性，不太可能为CRBSI。

13感染性心内膜炎

大多数的感染性心内膜炎相关菌血症，均为持续性菌血症。

对感染性心内膜炎患者进行血培养规范操作建议包括以下几点：

13.1采集血培养时机及数量

13.1.1急性