细胞培养基本技术及免疫细胞的培养方法.docx

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细胞培养基本技术及免疫细胞的培养方法

细胞培养

第一节细胞培养基本技术

一、免疫细胞分离技术

1、淋巴细胞的分离

取肝素抗凝血1m1加Hanks液1m1稀释后，沿管壁徐徐滴流叠加盛有2m1淋巴细胞分离液的试管内（注意勿与分离液混合，然后2000r／min水平离心20min，管内分为4层，自上而下依次为血浆，单个核细胞，颗粒白细胞、红细胞（图2—1）。

用毛细管伸至单个核细胞层中（位于细胞分离液与血浆的界面上），沿管壁轻轻吸出全部细胞。

然后用Hanks液洗两次，每次2000r／min离心10min，最后用RPMIl640培养液将细胞配成2×106／m1的细胞悬液备用。

2、T细胞及B细胞的分离

将淋巴细胞悬液通过尼龙棉柱，B细胞粘附于尼龙棉上，T细胞则不粘附，先用RPMIl640培基洗脱尼龙棉柱，流下的细胞悬液含有丰富的T细胞。

然后用力反复挤压尼龙柱、挤出粘附在尼龙棉上的B细胞，并用少量的RPMIl640培基洗脱，此细胞悬液含有丰富的B细胞。

尼龙柱（塑料管）的长短和尼龙棉的多少，视分离细胞的多少而定。

3、CD4细胞及CD8细胞的分离

（1）CD4细胞的分离：

将一定量的T细胞悬液通过一根SephDdexC—10柱，然后用少量的RPMll640培养洗涤，收获的细胞悬液约含85％的CD4细胞。

（2）CD8细胞分离：

用Tris缓冲液稀释羊抗鼠IgG（浓度为10μg／m1）包被一平皿表面，然后放置4℃过夜，没有包被上的抗体用PBS洗净。

然后将已标记有抗CD8单克隆抗体的T细胞（细胞浓度为1×l07／m1）3m1加入上述的平皿内，4℃放置2小时，用PBS轻轻洗净末粘附的细胞，然后用毛细管加入10m1PBS吹打。

收集的脱落细胞经洗涤后悬浮在RPMIl640培基中备用。

CD4细胞亦可用此法分离。

4、单核巨噬细胞的分离

单核巨噬细胞有粘附塑料或玻璃表面的特性，而淋巴细胞则无此特性，借此可将这两类细胞分开，其方法简述如下。

将待分离的细胞悬液（如实物动物的腹腔液）加入适当大小的塑料或玻璃平皿内，置于37℃C02温箱内温育1小时，然后用RPMI1640培基轻轻漂洗平皿表面，去除非粘附细胞，再将粘附有细胞的平皿表面用上述培基轻轻洗刷，收集粘附的单核巨噬细胞。

如果要获得纯度较高的单核巨噬细胞，可重复上述过程。

二、肿瘤细胞株的传代培养

传代细胞是指来自人或动物的肿瘤组织或正常组织的细胞，其染色体组型发展为非整倍体或二倍体低于75％，这种非整倍体细胞在体外具有无限传代的生命力，通常具有异种移植的能力和较广泛的病毒敏感性。

传代细胞的特性是：

①具恒定繁殖特性，少数细胞即有繁殖能力，在琼脂内能形成克隆；有的为贴壁生长，有的悬浮生长。

②染色体组型为异倍体，大多数人源细胞染色体为60－70条左右。

③保留种属特异性，但组织分化性与脏器特性均消失。

④具致癌性。

由于传代细胞繁殖迅速，易获取、易保存，已为各实验室广泛采用。

1、HeLa细胞的传代培养

试剂与仪器

●HeLa细胞。

●HaMks液，0．25％胰蛋白酶，0．02％EDTA，生长液，青、链霉素（PS），5．6％

NaHC030

●小三角烧瓶，培养瓶，无菌吸液管（5m1及1m1）、毛滴管，废液瓶等。

方法与步骤

（1）选生长良好的HeLa细胞一瓶，轻轻摇动培养瓶数次，悬浮起浮着在细胞表面的碎片，然后连同生长液一起倒出，用Hanks液洗一次。

（2）从无细胞面侧加入0．25％胰蛋白酶液或胰蛋白酶一EDTA消化液4－5ml，翻转培养瓶，使消化液浸没细胞1min左右。

（3）翻转培养瓶，放置5—10min，为促进细胞的消化，可以加入37℃预热的消化液，或在细胞面向上时，用手掌贴着细胞面的瓶外壁，待肉眼观察细胞面出现布纹孔状为止。

（4）倒出消化液，如系EDTA消化，需沿细胞层的对面加Hanks液4．5m1洗涤，洗涤时轻轻转动培养瓶，让液体在瓶内慢慢流动，以洗掉消化液；如系胰蛋白酶消化，倒掉胰酶后可不洗涤。

（5）沿细胞面加入适量新配制的生长液，洗下细胞，并用吸管吹打数次，使细胞分散开，按1：

2或1：

3分配传代培养。

（6）37℃培养，接种后30min左右可贴壁，48小时可换生长液，一般3—4天可形成单层，形成单层后再换维持液供试验用。

[附]

（1）生长液：

①MEM液63％，乳蛋白水解物20％

小牛血清15％双抗（P、S）1％

用5．6％NaHCO3溶液调整pH至7．2—7．4

②199液70％乳蛋白水解物18％

小牛血清10％双抗（P、S）1％

用5．6％NaHCO3溶液调pH至7．2－7．4。

③1640液88％小牛血清10％

双抗（P、S）1％用5．6％NaHCO3溶液调pH至7．2－7．4

（2）维持液

1640液96％小牛血清2％

双抗（P、S）1％用5．6％NaHCO3溶液调pH至7．2－7．4

2、人类白血病细胞（K562）的传代培养

试剂与仪器

●K562细胞。

●RPMIl640生长液。

●培养瓶、无菌吸液管（5m1及1m1）、废液瓶等。

方法与步骤

（1）选生长良好的K562细胞一瓶，轻轻加入等量的生长液。

（2）用无菌吸液管轻轻吹打，使K562细胞均匀悬浮，然后吸出一半的细胞悬液加入另—个培养瓶中。

（3）37℃，5％C02孵箱中培养24—48h。

（4）如果细胞比较浓，可按1：

3分配传代培养。

三、细胞的计数、分装与培养

1、细胞计数

细胞计数对于决定植入的细胞浓度和数量以及了解细胞存活率和增殖度都是极为重要的。

首先取待测的细胞悬液0．1ml加D—Hanks液0．8m1及0．3％台盼蓝0．1mI（死细胞着色），混合后滴入血球计数盘内，按白细胞计数法，于低倍镜下计数4角的4个大方格内的活细胞（透明未着色）总数，然后用下式计数：

在计数过程中，对大方格的边缘压线细胞应按数上不数下，数左不数石的原则进行计数。

计数时，二次重复计算误差不应超过10％。

2、细胞的分装与培养

根据细胞计数，用生长液将细胞悬液稀释成（3—5）×105个／m1，每个培养皿内分装一定量。

一般接种细胞数应视细胞种类不同而定，如类上皮细胞浓度应为（1－3）×105／m1，成纤维细胞应倍量[（2－6）×105／ml。

若为胚胎组织细胞，细胞数量可低些，而成体组织细胞数量则应高些；细胞活力好的接种数可少些，年老组织接种的量就应多些。

如对制各细胞的成活率把握不大，可先取少量分装试培养，次日抽样检查。

如细胞成活，细胞贴壁，即可大量分装培养；如细胞不贴壁，则将制备的细胞弃掉需重新制备。

一般通过细胞活性检测或视制备中的细胞性状等，对接种的成功率应心中有数，故实际中少量试装培养可省略。

37Y孵箱静置培养，于2—3天后换一次生长波，类上皮细胞约在5－7天可长成单层细胞，成纤维细胞则以3－4天或5－7天为宜，以供使用。

已铺满瓶皿底面的单层细胞，如继续培养则易老化，甚至脱落。

感染病毒等影响特异性CPE的判断，因此成片细胞不能当天使用，应换成维持液（不含或仅含2％以下血清的培基），以后每隔5—7天换维持液一次，一般可维持1—3周，用这种维持细胞进行试验研究。

这种长成单层的原代细胞可进行传代培养用细胞分散剂（胰酶、EDTA或胰酶／EDTA等）处理，使细胞从培养皿上脱离，加生长液充分吹打，制成单个细胞悬液分装。

加入生长液的量可按原量的2倍，即一瓶传成二瓶，置37℃培养3－5天可形成单层，成片后换维持液即可进行试验。

四、细胞的冻存、复苏与运输

第二节树突状细胞的体外制备

树突状细胞（dendriticcell,DC）是一类具有树枝状突起的抗原呈递细胞，其分布广泛，由骨髓中的髓性多能干细胞发育而成，在免疫应答过程中至关重要。

它是原发性混合淋巴细胞反应中的主要刺激细胞，可激活Th细胞发生增殖反应，而且还能刺激产生TC细胞。

树突状细胞呈递抗原给T细胞提供稳定的微环境。

基本原理

本文应用细胞因子GM-CSF和IL-4使血液中单核细胞分化成树突状细胞，并用IFN-α促进树突状细胞的成熟。

试剂和材料

●新鲜的外周（肝素）抗凝血液

●淋巴细胞分离液。

无钙镁HanKs（CMF-HanKs）液

●制剂：

人重组GM-CSF（hrGM-CSF）。

hrIL-4hrIFN-α。

●培养液：

（1）RPMI1640全培基：

RPMI1640+10%胎牛血清（FCS、热灭活）+2mmol/LL-谷氨酰胺+100IU/ml青霉素+100μg/ml链霉素+1g/L非必需氨基酸+1mmol/L丙酮酸钠+5×105mol/L2巯基乙醇。

（2）RPMI1640/IL-4/GM-CSF:

即RPMI全培基+IL-4（40ng/ml）+GM-CSF（50ng/ml）.

（3）RPMI1640/IFN-α:

即RPMI全培基+IFN-α（1~10ng/ml）。

器皿及仪器

培养瓶（25ml和75ml）CO2孵箱、光学显微镜、血细胞计数器、垂直气流超净台、离心机等。

实验操作

1、置备单核细胞，方法参见第一章之第三节。

2、将单核细胞培基在含IL-4和GM-CSF的RPMI1640培基液中，细胞浓度为1×106/ml，置5%CO2孵箱中，37℃孵育3天。

3、培基第3天换液，轻轻吸去原培养液，加入等量含有IL-4和GM-CSF的新鲜1640培氧液，继续置CO2孵箱中培养。

4、促树突状细胞成熟：

单核细胞经与IL-4和GM-CSF的共同孵育，7天左右使其分化成树突状细胞，但并未成熟。

此时轻轻吸去含有IL-4和GM-CSF的1640培养液，更换等量的含有IFN-α的RPMI1640培养液，继续置5%CO2孵箱中，37℃培养，至第9天时可获得成熟的树突状细胞。

质控与提示

1、细胞活性：

用胎盼蓝拒染法检测，至少应有90%的细胞具有活性。

2、细胞分化能力检测：

单核细胞开始培养时，细胞贴附于塑料培养瓶壁上，用抗CD14荧光抗体标记检测，细胞纯度均应为90%~100%，当用IL-4和GM-CSF孵育7天和改用IFN-α孵育至第9天时，单核细胞分化为树突状细胞并不断趋向成熟，此时细胞不再贴壁生长，也不再表达CD14抗原；但能高水平表达MHC-Ⅱ类抗原和CD1а抗原。

3、许多种类的诱导剂都可用于人脊髓细胞转化成树突状细胞。

4、单核细胞，如来源于骨髓的CD34+细胞或来源于脐血的CD34+细胞等不同的始动细胞，均可用于树突状细胞的分化培养。

5、此项技术基于单核细胞贴壁而设计，也可用塑料培养袋培养，防止单核细胞的贴壁，但分离方法要改变为沉降法。

第三节LAK细胞的培养

LAK（Lymphokineactivatedkillercell）细胞是用细胞因子（如IL-2、IL-12等）活化的杀伤细胞。

即采用自体或同种异体外周血淋巴细胞，在体外经细胞因子活化3~5天，增强其广谱抗肿瘤作用的功能，并使数量大幅扩增，成为LAK细胞，可用于肿瘤的治疗。

基本原理

应用人重组IL-2（hr12等）于体外活化和扩增外周血淋巴细胞，使其成为经细胞因子活化的杀伤（LAK细胞）。

LAK细胞呈现高度的MHC限制的细胞毒作用。

试剂和材料

●新鲜的外周（肝素）抗凝血（或胎肝、胎脾等）.

●淋巴细胞分离液、CMF-Hanks液.

●培养基

1、RPMI1640培养基：

（RPMI+10mmol/LHEPES+2mmol/L谷氨酰胺+庆大霉素250μg/ml）

2、LAK培养基：

RPMI1640培养液+10%人AB型血清+IL-21000μ/ml.

3、X-VIVO15培氧液.

●器皿与仪器。

6孔平底组织培养板75cm2培养瓶、CO2孵箱。

实验操作

1、外周血单个细胞（PBMC）的制备：

取病人自体或O型供血者肝素抗凝血40ml（病人或供血者，最好经3天IL-2的体内诱导后采血），加等量CMF-Hanks液稀释，用淋巴细胞分离液剃度离心（）2000r/min离心20min），从分离液界面吸取淋巴细胞，即PBMC。

（参见第一章第一节）。

2、用CMF-Hanks液或PBSPBMC2次，用LAK培氧基（RPMI1640培氧液+10%AB型血清+1000μ/mlIL-2）或用含有1000μ/mlIL-2的X-VIVO15培氧液竟PBMC细胞浓度调至2x106/ml，竟细胞悬液移至6孔平板培养板内，置5%CO2孵箱，37℃培养4~5天。

3、将增殖后的细胞悬液以280Kg、离心5min，收集上清液，冻存于-20℃待用（用于TIL细胞培养）。

4、用RPMI1640培氧液或X-VIVO15培氧液洗离心的细胞2次。

5、经细胞计数，用输液用生理盐水重新悬浮细胞，调整细胞总数达5x108~1x109回输给病人。

同时用形态学及功能分析等方法检测细胞活性，包括FACS扫描分析、CTL活性与NK活性，检测等。

[质控与提示]

1、LAK细胞是从功能上而不是形态上定义的。

这些细胞可表达多种表型，包括别激活的NK细胞（CD56+、CD3-、CD25+）和细胞毒T（CTL）淋巴细胞（CD3+、CD8+），而且CTL细胞也长表达CD56+标志，这些细胞对NK抵抗性靶细胞（如RaJi）也具有细胞毒性。

2、制备LAK细胞时，可用AIM-V培氧液或加有10%胎牛血清的RPMI1640代替X-VIVO15培氧液。

当用于治疗时禁用牛血清培养LAK细胞。

第四节TIL细胞的培养

肿瘤浸润淋巴细胞（tumorinfiltratinglymphocyte,TIL）是从手术切除的肿瘤组织或转移的淋巴结中分离的淋巴细胞，经细胞因子（如IL－2）诱导活化，经大量增殖后回输给原病人。

TIL细胞是一种较LAK细胞杀瘤效果好、特异性高，而扩增时对IL－2的作用浓度要求更低的肿瘤杀伤细胞。

试剂和材料

●手术切除的肿瘤组织

●淋巴细胞分离液（100％及用1640配制75％浓度）

●培养液：

RPMI1640培养液＋10％AB型血清＋IL－2（200u/ml）或X－VIVO15培养液

●消化液：

IV型胶原酶（230u/g）、I型DNA酶3600u、V型透明质酸酶（1500u/g）

●器皿与仪器：

75cm2培养瓶，15ml聚丙烯试管，手术刀、剪、镊，CO2孵箱，三角烧瓶，磁力搅拌器等

实验操作

1．在无菌条件下将切除新鲜瘤体组织去除坏死部分与结缔组织，用RPMI1640培养液冲洗干净，移至无菌平皿内用手术剪将肿瘤组织剪碎至1－2mm3小块，置于3600uDNA酶、50μg胶原酶和125u透明质酸酶的RPMI1640培养液40ml中，混匀并移至带有磁棒的无菌三角烧瓶内，于37℃恒温的磁力搅拌器上搅拌1－2小时。

2．

用200目孔径的不锈钢滤网将酶消化后的细胞悬液过滤，以除去未消化好的肿瘤组织块。

经1500r/min收集单个细胞，用RPMI1640或X－VIVO15培养液洗细胞2次，将细胞再悬浮。

3．梯度离心分离TIL细胞：

如图2－2所示，于无菌离心管内分层放入100％及75％的淋巴细胞分离液，其上再沿管壁轻轻加入细胞悬液，经2000r/min离心20min，收集100％分离液界面上的细胞为富含TIL细胞的悬液（75％的界面上是肿瘤细胞），再用RPMI1640或X－VIVO15培养液将TIL细胞洗2次，以除去细胞分离液。

4．将洗过2次的TIL细胞用含10％AB型血清、20％LAK细胞培养上清液及200u/mlIL－2的RPMI1640培养液再悬浮。

（或用20％LAK细胞培养上清液及200u/mlIL－2的X－VIVO15培养液代替RPMI1640培养液），细胞浓度调至3－5×105／ml,分装于75cm2培养瓶中，置5％CO2孵箱中37℃培养。

约每周换液1－2次，培养15－20天左右可回输给原病人。

TIL细胞最多可培养3个月。

质控与提示

1．TIL细胞在低浓度（50u/ml）或高浓度（1000u/ml）的IL－2作用下才能扩增，而LAK细胞只能在高浓度（1000u/ml）IL－2下才能扩增。

2．来源于黑色素瘤及肾细胞癌组织中的TIL细胞，扩增培养的成功率在70％。

扩增失败的原因常由于肿瘤标本的大部分已坏死或浸润淋巴细胞数量太少之故。

3．若加入饲养层细胞（feedercell）,如用EB病毒感染的同种异体B淋巴细胞（B－EBV）作为饲养细胞，可加快TIL的扩增速度，但此技术仅限于研究用。

为增强TIL杀伤自身肿瘤细胞的活性，有些研究人员在培养TIL细胞的环境中加入自体肿瘤细胞。

第五节T细胞克隆的制备

细胞克隆，是将一个单细胞从细胞群中分离出来单独培养，使之重新繁衍成一个新的单一细胞群的培养技术。

未经克隆化的细胞具有异质性，经过克隆得到的是均一细胞集团。

这里仅介绍T细胞与NK细胞的克隆方法。

基本原理

用限度稀释克隆形成法制备T细胞克隆时，并非依赖细胞的特性，而是将T细胞在细胞培养板上稀释到统计学的浓度，即从理论值上达到每孔1个细胞，其中加入IL－2和PHA可增强细胞的生长，而加入的同种异体PBMC作为饲养细胞，在这种体系中，单个T细胞可增殖生长成细胞集团，即T细胞克隆。

试剂和材料

●提纯T细胞（参见第一章之第六节）

●饲养细胞（以50GYγ射线照射）：

从两个不同供者获得的同种异体PBMC（参见第一章之第一节）从理论上认为两者的每一演变均不同。

●培养基：

RPMI1640培养液（RPMI1640液＋1mmol/L丙酮酸钠＋2mmol/L谷氨酰胺＋100u/ml青霉素和100μg/ml链霉素）再加入热灭活的10％的AB型血清。

●按说明书所述，将PHA－A溶于双蒸水中。

●含有104u/mlhrIL－2的PBS液中加入1％牛血清白蛋白（BSA）。

●器皿、仪器：

96孔U型低细胞培养板及24孔细胞培养板，垂直气流超净台，CO2孵箱，倒置显微镜等。

实验操作

1．培养板的准备

1）应用典型的有限稀释克隆形成法，以0．5个／孔、1个／孔、5个／孔等三种不同细胞浓度准备三块96孔U型培养板，以及半块为10个／孔浓度的96孔培养板。

2）

准备含有5×105／ml饲养细胞（经γ射线照射）的RPMI1640培养液，并加入20u/ml的IL－2和1μg/mlPHA－A。

3）在3块半96孔板上，每孔均加入100μl饲养细胞（50000个）。

4）准备稀释T细胞的培养液＋20u/ml的IL－2，T细胞始用浓度为106／ml，将其稀释为105／ml和103／ml（即稀释液C）（图2－3）

5）如图2－3所示，准备3支15ml试管，内含5ml细胞培养液（CM）加20u/mlIL－2，将4支试管分别稀释并接种96孔板，步骤如下：

（1）第1管加50μl稀释液C，相当50个细胞，混匀后加在96孔板上，50μl/孔，此板为0．5细胞／孔。

（2）第2管加100μl稀释液C，相当100个细胞，混匀后加在96孔板上，50μl/孔，此板为1细胞／孔。

（3）第3、4管各加500μl稀释液C，相当500个细胞，第3管为500细胞／5mlCM,，混匀后加在96孔板上，50μl/孔，此板为5细胞／孔;第4管为500细胞／2．5mlCM,，混匀后仅够加半个板，50μl/孔，此板为10个细胞／孔。

4块96孔板上有50μl不同浓度T细胞悬液加到含有100μl饲养细胞的各孔中（IL－2的终浓度应为20u/ml）。

2．

T细胞克隆培养

1）如图2－4所示，每隔2－3天吸弃50μl培养上清液，加入50μl含有IL－2的新鲜培养液，使其终浓度达20u/ml；每隔10－15天吸弃50μl培养上清液，加入50μl含有新鲜饲养细胞（50000／孔）、IL－2（终浓度达20u/ml）和PHA－A（终浓度达1μg/ml）的培养液。

2）经21－25天后出现克隆细胞生长孔，首先在10细胞／孔的板上出现，当在1细胞／孔的板上出现克隆生长时，即可将5细胞／孔和10细胞／孔的两块板丢弃。

3）当0．5细胞／孔和1细胞／孔两板上长出的细胞克隆变大时，将该孔的100μl培养液悬浮混匀，分装于96孔板2个孔内，50μl/孔，而且每孔已预先加有上述饲养细胞（50000／孔）。

4）随着细胞的继续生长，用同法可将同一克隆细胞分装扩充为4孔，当分装成8孔时，可汇总这8孔的细胞转移至24孔板的1孔内。

5）T细胞克隆可在如此条件下维持其生长，即每隔2－3天更换含有IL－2（20u/ml）的新鲜培养液，每隔10－15天更换含有新鲜饲养细胞、IL－2（20u/ml）和PHA（1μg/ml）的培养液，其中加入饲养细胞的比率应为T细胞克隆细胞数0．5－1×106细胞需106饲养细胞。

质控与提示

1．细胞克隆的性能可用抗TCRVβ片段的抗体在流式细胞仪上进行检测，或用分子生物学方法（如RT－PCR）去检测TCR－Vβ转录产物。

2．最好在一检出阳性克隆时就开始进行亚克隆。

3．某些T淋巴细胞亚群不能在这一系统（如饲养细胞＋PHA环境）中增殖，但此系统对获得克隆的总体要比接种细胞的数量更为有效。

4．必须使饲养细胞受到充分照射，以保证长出的细胞是T细胞克隆，而不是饲养细胞。

（可用流式细胞仪、分子生物学方法或HLA分型等检测）。

第六节人NK细胞克隆的制备

基本原理

NK细胞克隆来源于NK细胞，该细胞的分离方法参见第一节之四。

这些NK细胞与经γ射线照射的饲养细胞苓而获得的NK细胞克隆。

试剂和材料

●植物血凝素（PHA）母液为100μg/ml

●重组IL－2（rIL－2）母液为105u/ml，分装小瓶（0．5ml/瓶），置－20℃长期保存，或置4℃下短期存放。

应避免反复冻融，IL－2不能用滤器过滤除菌处理。

●培养基

1．接种培养液：

RPMI1640＋10％FCS＋0．5μg/mlPHA＋200u/mlIL－2＋10g/L谷氨酰胺＋100u/ml青霉素＋100μg/ml链霉素＋1mmol/L丙酮酸钠。

2．饲养细胞培养液：

RPMI1640＋10％FCS＋10g/L谷氨酰胺＋100u/ml青霉素＋100μg/ml链霉素＋1mmol/L丙酮酸钠。

3．NK克隆培养液：

RPMI1640＋10％FCS＋10g/L谷氨酰胺＋100u/ml青霉素＋100μg/ml链霉素＋1mmol/L丙酮酸钠，经0．2u滤板过滤再加入100u/mlIL－2。

4．培养液：

RPMI1640＋10％FCS。

●饲养细胞：

自体或同种异体PBMC

●器皿和仪器：

96孔细胞培养板、多头移液管、微量移液管、倒置显微镜、CO2孵箱、低温离心机、垂直气流超净台

实验操作

1．NK细胞的制备

1）制备NK的方法参见第一章之第四节。

2）悬浮NK于接种培养液中，细胞浓度调至106／ml。

2．接种NK细胞

1）制备饲养细胞（PBMC）方法参见第一章第一节。

2）于4℃用300×g离心饲养细胞12min。

3）被离心的饲养细胞悬浮于饲养培养液中，细胞浓度调至2×106／ml。

4）用强度5000radγ射线照射饲养细胞，于4℃用300×g离心饲养细胞12min，将离心细胞再悬浮于饲养细胞培养液中，饲养细胞浓度调至2×106／ml。

5）在6块96孔培养板的各孔中加100μl上述饲养细胞悬液（总量用60ml饲养细胞悬液，含1．2×108个饲养细胞）。

6）将96孔板置37℃孵箱预温，直到加入NK细胞。

7）将NK细胞悬浮于接种培养液中，并于预温的96孔板中加入100μ