病理生理学试验指导.docx
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病理生理学试验指导
病理生理学教学实验介绍
一、病理生理学实验的性质
病理生理学既是一门理论性较强的学科，又使一门实践性较强的学科。
病理生理学实验主要在动物身上进行。
通过人为的方法造成与人类疾病相似的病理过程或疾病（即疾病模型的复制），观察患病动物的代谢和机能的变化，从而全面地了解疾病发展的整个过程或其中某些重要环节。
在不影响病人康复，有利于疾病诊治的原则下，病理生理学也可以对病人进行临床观察性研究。
为了在实验和临床观察中创造促进康复，消除疾病发生的条件，病理生理学也进行实验性治疗的研究。
通过实验研究，探究疾病发生、发展与转规的规律及其发生机制.因此病理生理学教学实验是本科教学中的一个重要环节。
二、病理生理学实验的种类
病理生理学实验可分为急性实验和慢性实验两类。
这两类实验都是医学实验中所需要的，各有其优缺点。
为了配合理论课教学和根据实际条件，本教材所选用的实验都是在短时间内就可以完成的急性动物实验。
三、病理生理学实验的目的和任务
病理生理学教学实验的主要目的是培养医学生具有初步进行实验研究疾病的技能，通过教学实验达到：
1、进一步掌握常用的生理学和生物化学实验方法，以及分析实验结果和书写实验报告的方法。
2、掌握复制疾病的实验动物模型的一般原则和方法。
3、通过实验教学，帮助同学加深对基础理论和基础知识的了解和掌握。
四、如何上好病理生理学实验课
（一）实验课前
1、作好预习，明确实验目的，了解实验方法和操作步骤，做到心中有数。
2、结合实验，复习有关的理论内容。
3、检查实验仪器和药品是否完好、齐全。
（二）实验课时
1、认真听取老师的前言，特别是本次实验的目的、主要操作步骤及注意事项等。
2、分工负责，密切配合。
通过实验课，应使每位同学都得到一定的技能训练。
3、实验过程中要胆大心细，规范操作。
4、认真、全面和敏锐地观察实验现象，准确、及时和客观地记录实验结果。
5、积极主动思考，力求理解每个实验步骤和每个实验结果的意义。
（三）实验课后
1、清洗、整理、检查实验仪器并妥善安放器材药品，做好实验室的清洁卫生。
2、整理、分析实验结果，书写实验报告。
五、实验报告写作要求及格式
实验报告的书写是一项重要的基本技能训练，它可以初步地培养和锻炼学生的逻辑思维能力、综合分析能力和文字表达能力，是科学论文写作的基础。
因此，参加实验的每位学生，均应及时认真地书写实验报告。
书写内容应实事求是，分析全面具体，文字简练通顺，誉写清楚整洁。
实验报告的格式如下：
（一）本次实验题目
（二）主要操作者及合作者
（三）实验日期（年、月、日）
（四）动物（种类、雌雄和体重）
（五）实验目的
（六）实验步骤：
只写主要操作步骤，不要照抄实习指导，要简明扼要。
（七）实验结果：
包括实验所得到的原始资料（如血压、呼吸曲线，测得的生化指标等），动物的反应状态，实验现象的描述，实验数据的处理等。
对于实验结果的表述，一般有三种方法：
1、文字叙述：
用简练的医学术语客观地描述实验现象和结果，描述要有时间顺序以及各项指标时序关系。
2、图表：
用表格或坐标图的方式使实验结果突出、清晰，便于相互比较，尤其适合于分组较多、各组观察指标一致的实验，使组间异同一目了然。
3、曲线图：
应用记录食品描记出的曲线图（如血压、呼吸曲线和心电图等），使这些指标的变化趋势形象生动、直观明了。
在实验报告中，可任选其中一种或三种方法并用，以得到最佳效果。
（八）讨论（分析）：
根据已知的理论知识对所得到的实验结果进行解释和分析，如果所得到的实验结果和预期的结果一致，那么它可以验证什么理论？
本次实验结果有什么意义？
不能用已知的理论或生活经验硬套在实验结果上，更不能由于所得到的实验结果与预期的结果或理论不符而随意取舍甚至修改实验结果，这时应该分析其异常的原因或者本次实验失败的原因，不要简单地复述课本上的理论而缺乏自己思考的内容。
另外，也可以写一些本次实验的心得以及提出一些问题或建议等。
（9）结论：
结论不是具体实验结果的罗列，也不是对今后研究的展望而是针对这一实验所能验证的概念、原则或理论的简明总结，是从实验结果中归纳出的一般性、概括性的判断，要简练、准确、严谨、客观。
附一实验报告格式
题目
主要操作者：
实验日期：
合作者：
动物：
[实验目的]
[实验步骤]
[实验结果]
[讨论]
[结论]
六、常用动物实验的基本操作技术
（一）家兔的捉拿与固定
家兔是病理生理学实验常用的大动物，多用于急性实验，也用于慢性实验。
家兔的抗空气感染力强，术后不易感染。
但家兔系草食动物，在消化系统方面与人相差很远，此外家兔缺乏咳嗽和呕吐反射，所以不适于这些问题的研究。
另外家兔心血管系统比较脆弱，常在手术时易反射性衰竭。
兔自笼内取出时，应用拇指与其它四指抓住其部皮肤，提离笼底，再以另一手托住其臀部，将其重心承托在掌上（图1）。
切忌提其免试耳或某一肢体，强行从笼中拖出，以防兔爪抓伤。
图1家兔捉拿法
兔的固定常用背位交叉固定法。
可用于急性实验，如颈、胸、腹部手术以及观察描记血压、呼吸等。
先在兔四肢绑好固定带（前肢固定于腕关节上，后肢固定于踝关节以上），然后将兔仰卧位放在兔台上，将两前肢的固定带在背部交叉后分别压住对侧前肢的前臂，然后将固定带绑紧于兔台两侧边的金属框上，然后将兔两腿分开将后肢绑紧于兔台另一端两侧的金属框上，最后用兔头夹将兔的头部固定（图2）。
要做到固定牢，体位正。
图2兔台固定
（二）大白鼠的捉拿与固定
大白鼠的繁殖力和抵抗力强于其它实验动物，适用于营养、维生素及肿瘤等方面的研究。
由于大白鼠价格较便宜，所以某些实验（如缺氧、失血性休克等），可以用大白鼠代替家兔而不影响实验结果，但实验技术的操作难度较家兔略大。
大白鼠被激怒后易咬人，所以在实验前应尽量避免刺激它，捕捉时最好戴着棉手套捉拿而不用止血钳钳夹其皮肤。
先捉住鼠的尾巴，将其从鼠笼提出置于实验台上，左手将大鼠压住，食指放在左前肢前，中指放在左前肢后，拇指置于右前肢前，将头部和上肢固定在手中，再用手掌和其余手指的力量将鼠身握住，用右手拉住其尾部，将尾部拉紧，即可过行腹腔注射等（图3），也可以用一手抓其颈部皮肤，另一手拉紧其尾部将其短时固定。
若要作手术，则需在大白鼠全麻后行鼠板固定。
图3大白鼠固定与腹腔注射法
（1）大白鼠固定法
（2）腹腔注射法
（三）小白鼠的捉拿与固定
由于小白鼠繁殖周期短，产仔多，生长快，饲料消耗少，价格低廉，温顺易捉，操作方便，又能复制出多种疾病模型，因此在医学实验中被广泛使用，在病理生理学实验中，主要用于病因学等实验。
小白鼠较大白鼠温和，一般不需戴手套捕捉，但也要提防被它咬伤。
可用右手抓住鼠尾将其从笼中提出并置于鼠笼，将鼠尾略向后拉，然后以左手拇指与食指夹住颈后部皮肤，使鼠离开鼠笼，用左手无名指和小指压住鼠尾及后肢，小鼠即被固定，此时可用右手进行技术操作，如腹腔注射等（图4）。
时间较长的固定，则用棉线将小鼠固定于小鼠板上。
（四）家兔的颈部手术
包括气管、颈总动脉和颈外静脉的暴露、分离和插管。
图4小白鼠固定与腹腔注射法
（1）小白鼠固定法
（2）腹腔注射法
手术步骤：
1、兔称重、固定和剪毛：
兔称重后背位交叉固定于兔台上，用粗剪剪去颈部毛。
剪毛时要以左手把颈部皮肤绷紧（将皮肤提起反而易剪破皮肤），剪下的毛要放入盛毛盒内。
2、麻醉：
在颈部正中线皮下注入10g/L（1%）普鲁卡因3-4ml行局部浸润麻醉（不要将麻醉药注入肌肉内），麻醉范围要略大于手术切口范围。
也可根据实验要求行全身麻醉，一般选用200g/L（20%）乌拉坦（氨基甲酸乙酯），自兔耳缘静脉缓慢注入，剂量5ml/kg。
当动物呼吸变深、变慢、角膜反射迟钝、四肢无力、腹松软无紧张时，即表明动物已完全麻醉。
3、皮肤切口：
术者左手撑平兔皮肤，右手持手术刀，以提琴弓式或餐刀式作颈部正中线皮肤切口（不要伤及皮下肌肉组织），切口要正。
切口范围：
上起甲状软骨，下达胸骨上缘。
兔皮肤切口亦可不用手术刀而用手术剪沿正中线剪开。
4、暴露分离气管并进行插管（图5）：
气管插管的目的主要是为了辅助呼吸、连接缺氧瓶以及描记呼吸曲线等。
（1）、兔称重、固定和剪毛：
兔称重后背位交叉固定于兔台上，用粗剪剪去颈部毛。
剪毛时要以左手把颈部皮肤绷紧（将皮肤提起反而易剪破皮肤），剪下的毛要放入盛毛盒内。
（2）、麻醉：
在颈部正中线皮下注入10g/L（1%）普鲁卡因3-4ml行局部浸润麻醉（不要将麻醉药注入肌肉内），麻醉范围要略大于手术切口范围。
也可根据实验要求行全身麻醉，一般选用200g/L（20%）乌拉坦（氨基甲酸乙酯），自兔耳缘静脉缓慢注入，剂量5ml/kg。
当动物呼吸变深、变慢、角膜反射迟钝、四肢无力、腹松软无紧张时，即表明动物已完全麻醉。
（3）、皮肤切口：
术者左手撑平兔皮肤，右手持手术刀，以提琴弓式或餐刀式作颈部正中线皮肤切口（不要伤及皮下肌肉组织），切口要正。
切口范围：
上起甲状软骨，下达胸骨上缘。
兔皮肤切口亦可不用手术刀而用手术剪沿正中线剪开。
（4）、暴露分离气管并进行插管（图5）：
气管插管的目的主要是为了辅助呼吸、连接缺氧瓶以及描记呼吸曲线等。
图5兔气管插管法
（1）气管的暴露和分离：
切开皮肤后，对气管、血管和神经的分离应用分析钳或镊子进行钝性分离，只有在确认没有血管的情况下才允许用剪刀剪断肌肉组织钝性分离皮下组织，暴露颈部肌肉，分开颈部正中肌群即可看到气管。
在甲状腺下1~1.5cm处，用分析钳将气管后的软组织稍加分离（注意切忌粗暴操作以免气管充血），在气管下穿一条较粗的线备结扎固定气管插管之用，小心勿伤及甲状腺及气管两侧后方的静脉。
（2）气管插管：
在甲状腺以下约1-2cm处用手术剪将气管软骨环节横剪一口，剪开气管口径约一半以上，向肺方向插入Y形气管插管，用已穿好的粗线扎紧后，再在插管的侧管上打结，以防插管脱出。
选择离甲状腺稍远部位的软骨环作气管切口，其主要目的是为了远离营养甲状腺的血管以防止出血。
如仍有出血，可用纱布压迫片刻，同时将兔台后部抬高，使兔头位低下，以防血液流人气管造成窒息，出血停止后再作插管。
在气管插管的过程中应随时注意观察动物的呼吸变化。
5、颈总动脉的分离及插管：
颈总动脉插管主要是用来测量动脉压和放血。
（1）颈总动脉的分离：
颈总动脉位于气管两侧的深部（图6），一般先分离气管再分离颈总动脉。
用左手拇，食指捏住切口一侧的皮肤及其深部各层的软组织，将颈部内层翻出，分离侧面斜行的胸锁乳突肌，暴露气管旁侧深出的血管神经鞘，细心分离鞘膜，辨认颈总动脉（其特点是搏动明显，粉红色,壁韧），小心将颈总动脉从血管神经艄中分离出来，长约3-4cm，下穿两根细线备结扎固定插管用。
图6兔颈部气管、血管和神经分布
（2）导管的准备：
取长短适当的塑料管或硅胶管（也可用玻璃插管），插入端剪成斜面，另一端插入粗细适当的钝针头，针座上连接三通活塞，三通活塞和生理记录仪的压力传感器相连。
用盛有稀肝素生理盐水（20U/m1）的注射器插入三通活塞，将肝素生理盐水充满导管（导管内不能有气泡），关闭活塞。
（3）肝素化：
自兔耳缘静脉注入3g/L肝素，剂量5ml/kg，使动物肝素化以抗凝血。
一般按此剂量，于5~6h内可保证抗凝效果。
注意：
一定要在气管、血管（包括颈总动脉和颈外静脉）分离完成后，血管插管进行之前进行肝素化。
（4）颈总动脉插管（图7）：
将颈总动脉下的一根线尽量向脑端（远心端）结扎，近心端动脉则用动脉夹夹住，中间形成一段长约2~3cm的动脉盲管（注意：
只有在动脉盲管的情况下才允许进行动脉剪开和插管！
）。
插管时，以左手拇指及中指轻拉脑端的结扎线头，食指轻扶血管，右手持眼科剪，使剪刀与血管呈45°角，在紧靠远心端结扎处向心方向剪开动脉壁的一半，放下眼科剪，拿起事先已准备好的动脉插管向心方向插入动脉内，将导管送入约2cm，用另一细线扎紧并在侧管上打结固定。
如插管有困难，可有眼科镊夹住入剪开的动脉开口，轻轻提起，便于导管插入。
在整个实验过程中，要时刻照看动脉导管勿使其脱出。
（开始时家兔的固定一定要牢固，否则在实验中因动物挣扎易使插管脱出，同时可用胶布将插管与兔头固定铁环固定在一起。
）
6、颈外静脉的分离和插管：
颈外静脉插管主要用于注射药物、取血、输液和中心静脉压的测量。
颈外静脉位于颈部两侧皮下（特点：
壁薄粗大，呈暗红色，无明显搏动），分离时应细心，勿使用锐器，勿反复刺激（否则会使静脉收缩变得非常细）。
颈外静脉插管一般用塑料软管，内充满肝素生理盐水，插管方法与动脉插管相同，是向心插入。
测量中心静脉压时，导管需插入右颈外静脉5cm左右，此时导管口在上腔静脉近右心房入口处。
（五）家兔的腹股沟部手术
主要目的是分离股动脉，股静脉并进行插管，供放血，输血，输液及注射药物之用。
图7兔颈总动脉插管法
方法步骤如下：
1、兔背位交叉固定、腹股沟部剪毛。
2、在腹股沟中1/3与内1/3交界处用手指触摸股动脉搏动，辨明动脉走向，在该处作局麻及方向一致的切口（方法同颈部手术），切口长约4~5cm。
3、分开切口，其下即为股三角区（股三角区上界为腹股沟韧带，外界缝匠肌，内界长收股）股动脉，股静脉及股神经即位于此三角区内，由外而内依次为股神经、股动脉、股静脉，而股动脉位置在中间偏后，恰被股神经及股静脉所遮着。
（图8）。
（动静脉的辨认方法见颈部手术）
图8兔股三角部血管、神经图
4、首先用分析钳将股神经细心分开，然后再分离股动脉与股静脉之间的结缔组织，清楚暴露静脉，如需作静脉插管可穿好两根线备用。
5、将股动脉与其后部组织钝性分离开。
整个过程要注意勿损伤动脉分支，因股动分支较多，不小心时易损伤出血，一旦出血要及时止血，如为小量渗血，用温热盐水纱布按压即可，较大血管破裂时必须用血管钳夹住出血点，少夹周围组织。
6、将股动脉分出长约2~2.5cm的一段，下穿两根细线备用，动物进行肝素化后，在动脉近心端用动脉夹夹住，远心端用线结扎，牵引此结扎线，用眼科剪在靠近结扎处朝向心方向将血管剪开一斜口，大小约为血管口径的1/2（剪口尽量靠近血管远心端，以备一旦插管失败时，剪口可前移，作为补救），从剪口处沿向心方向插入塑料管1~2cm左右，用线结扎固定以备放血或动脉注射用，如用于动脉注射，则塑料管插入动脉前管内应充以理盐水，以免注射时空气进入而导致空气栓，如用于放血，则无需充液。
股静脉插管方法基本与股动脉相同，但要避免反复刺激以防静脉收缩变细。
同样的，如用于静脉输液（血）时，塑料管插入的管内应事先充满生理盐水，以防管内空气进入动物体内。
七、常用实验动物给药途径和方法
动物的给药途径和方法很多，这里仅介绍在教学实验中所要用到动物的给药途径和方法。
1、皮下注射：
以左手拇指和食指提起注射部位皮肤，将针头以45°角度刺入皮下，回抽无回血后，将药液注入。
2、肌肉注射：
肌肉注射应选肌肉层较厚的部位，一般多选用臂部，注射时快速刺入，回抽无回血时注药。
3、腹腔注射：
给小白鼠或豚鼠作腹腔注射时，左手抓住动物（参看图4）。
并使其腹部向上，右手持注射器，注射部位应选左（或右）下腹的外侧1/2处，将针头以垂直方向迅速刺入腹腔（在针头穿过腹壁进入腹腔时，有落空感），将药液缓慢注入。
为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，以使内脏上移。
给豚鼠作腹腔注射，亦可将之固定在动物台上后进行。
若实验动物为家兔，应在左下腹外侧1/3处，垂直进针。
注射时注意勿将药物注入肠腔或膀胱内。
4、静脉注射
（1）兔耳处缘静脉注射：
兔耳的外缘静脉表浅易于进针、固定，为常用的静脉注射部位。
方法如下：
图9小白鼠腹腔注射方法
在一段较为平直的静脉段作为进针部位（应选较靠近耳尖的部位，如一次进针失败，可在前一次进针部位的近心端再次进针）。
先拔去注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳、使静脉充盈（如果技术熟练，可不拔耳毛，直接进针），用左手食、中指夹住静脉近心端部位，拇指绷直静脉远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注谢器，从静脉的远心端水平向刺入，针头进入血管后，放松夹紧的食、中指，用拇指按压头号以固定，待注完药液拔出针头后，用手指轻压针眼处片刻，以防出血。
（见图10）
图10兔耳外缘静脉注射方法
（2）蟾蜍（或蛙）腹壁静脉注射：
先将蟾蜍（或蛙）脑脊髓破坏，仰卧固定，在腹中线左侧旁开1cm处，剪开一约3cm的纵向切口，暴露出腹腔，用左手外翻右侧切口内壁，即可见到。
贴着腹壁的腹壁静脉，注射沿血管走行方向，水平刺入即可（见图11）
图11蟾蜍（或蛙）腹壁静脉注射方法
八、常用实验动物麻醉方法
1、局部麻醉：
常用于局部皮肤切开手术时，一般用1%普鲁卡因（奴佛卡因）溶液在手术部位作皮下浸润麻醉。
注射时，循切口方向边进针边将药液注入皮下，用药量视手术范围而定，作兔颈部手术时约需5~6亳升。
2、全身麻醉：
常用于较深部位或较广泛的手术时。
在病理生理学教学实验中，常用注射麻醉（静脉或腹腔内注药）的方法，常用药物有戊巴比妥钠、乌拉坦等。
在休克等实验中，常选用静脉注射麻醉，其优点是作用发生快，没明显的兴奋期，几乎立即生效。
进行麻醉时，常先缓慢注入麻醉药总量的3/4，如已达到完全麻醉（动物瘫软、呼吸变深变慢、角膜反射迟顿、四肢肌肉松驰。
）不再注药；如尚未达完全麻醉，应停一分钟后，再缓慢将药注完，或静脉注药过快常导致动物立即死亡。
在病理生理急性实验中，局麻加全身麻醉的方法较广泛采用。
九、急性动物实验中常用的手术方法
病理生理学急性实验常以动物血压、呼吸、体温等为观察指标，以静脉注身，动物放血等为实验方法，常需分离出实验动物的颈总动脉、颈外静脉、股静脉等血管，及暴露气管，并作相应的插管。
手术主要在颈、胸、腹、股部等处进行。
在教学实验中常用的手术方法，详见实验一。
十、常用实验动物正常生理、生化数值
常用实验动物的正常生理、生化数值
单位
兔
豚鼠
大鼠
小鼠
蛙类
体重（成年）
Kg（cm）
1.5～3
0.5～0.9
80～250（g）
20～25（g）
30（g）
体温
℃
37.8～38.8
37.0～39.5
38.5～39.5
37～39
变温动物
心跳
次/分
150～240
140～300
280～500
520～780
30～60
呼吸
次/分
50～100
80～130
110～150
140～210
70～120（室温）
血压
mmHg
80～130
70～80
100～130
102±2
20～60
血红蛋白
%
78
81
100
80～100
45～66
克
12.4
13
16
11.2～16
7.2～10.4
NPN
mg%
28～51
36～51
31～38
36～89
42.4
尿酸
克
0.009
3.5
—
—
—
尿素
克
0.2069
—
—
—
—
寿命
年
4～5
6～8
2～3
2～3
—-
性成熟
月
5～8
6
2～3
2～3
—
妊娠
天
30
53
30
21
—
11、教学实验中常用的仪器、器械及使用
1、水银检压计及使用方法
水银检压计，为U形玻璃管，其内装以水银，用与描记血压。
U形管左侧水银面上浮以“浮标”，上接描笔以作为描记用；右侧有二个开口与二根橡皮相接，分别联于动物相应部位和加压瓶。
检压计固定于铝制的板上，板上有刻度，以液面波动范围，读取相应的压力值。
（每一小隔为4mmHg）。
加压瓶内盛有3.8%枸橼酸钠溶液（肝素化动物亦可盛生理盐水）。
瓶内与液面不接触的玻管与气球相联，插入液中的玻管通过一长橡皮管与水银检压计弯管之上面开口相联（图12）。
图12水银检压计加压瓶及使用方法示意图
（1）水银检压计
（2）橡皮管上的夹（3）加压瓶（4）实验动物
水银检压计用以检测动物血压。
如图12所示，水银检压计通过橡皮管和动脉套管（或插管）相连。
另一橡皮管与加压瓶连接。
动脉插管前，用气球缓慢打气，使加压瓶内液体充满橡皮管道和动脉套管内，将动脉套管一端举高，排除气泡，然后用止血钳夹往动脉套管前的橡皮管，再继续加压，使检压计上的压力近与动物的血压水平（免约80-130mmHg），然后夹住检压计与压力瓶间的橡皮管。
将备好的动脉套管插入颈总动脉并结扎固定后，打开动脉夹，放开与动脉套管相连的橡皮管上的止血钳，即可见水银柱液面波动，所指数值即为所测动物动脉血压。
2、气管插管及呼吸描记
气管插管为“Y”形的玻璃物品，插好气管插管后，将“Y”形上的一支用橡皮管与马利氏气鼓相连即可插记呼吸。
“Y”形的另一支可作为呼吸备用通道，通常用盲端的橡皮管封闭住。
在通气量较小时，需将出气导管部分夹闭，否则难以描记出呼吸曲线。
在有条件的情况下，采用张力换能器生理记录仪记录频率和幅度变化较为理想。
3、三通管的使用方法看图13
图13三通管使用方法示意图
1、接注射器针头处2、开关通道3、开关手柄4、相通方向
4、多导生理记录仪
多导生理记录仪可连续动态记录某些生理参数的改变，其工作原理是通过各种不同的换能器，将压力、位移、声音等转化为电讯号，再通过放大装置将讯号放大，然后在笔式记录仪或示波器上显示。
多导生理记录仪有各种型号，如二道、三道……十六道等，即可同时记录2个、3个……16个等生理参数。
在教学实验中，主要用于动脉血压、呼吸频率和深度等生理观测指标的测试，以及心电图的描记。
病理生理学教学实验内容
实验一急性动物实验中常用操作训练
【实验目的】
1、基本掌握家兔颈部、股部的常用手术操作技术，为以后的实验和科研打基础。
2、掌握暴露气管，颈总动脉、颈外静脉、股动脉并作相应插管的手术方法。
【实验动物】
家兔（一只）
【药品与器材】
25%乌拉坦溶液，1%普鲁卡因，3.8%枸椽酸钠，0.5%肝素,生理盐水。
兔手术台一个，兔急性实验手术器械一套（包括毛剪、手术刀、组织剪、线剪、眼科剪、粗剪、持针器、外科镊、眼科镊、有齿镊各一把，大号直、变止血钳及小号直，弯止血钳各二把）。
手术器械方盘、肾形盘各一个，动脉夹、动脉套管、Y形玻璃气管插管、三通管各一个，水银检压装置一套（包括加压瓶，）输液装置一套，手术灯一台，500ml烧杯、毛盒各一个，5ml、10ml、50ml注射器各一个，针头数个，圆形缝合针二个，动物固定带五条，纱布四块，粗、细丝线少许。
【实验步骤与观察】
将家兔称重，仰卧或固定于兔台上。
剪去颈正中部及一侧股部的被毛，用25%乌拉坦（按4ml/kg），经耳外缘静脉缓慢注射，进行全身麻醉。
（达到完全麻醉的指征及麻醉注意事项，参看第15页有关内容。
）
一、气管、颈总动脉、颈外静脉分离术
用1%普鲁卡因，5-6ml作颈部切口部位皮下浸润麻醉。
1、气管分离术：
局麻后，用手术刀沿颈正中线，从甲状软骨处向下至胸骨上缘作一长约5-6cm的纵形切口，用小号弯钳向下分离，分开颈部正中的肌群后即可看到气管，分离气管并在下面穿一根粗丝线，插管结扎时用。
2、颈总脉分离术：
颈总动脉位于气管两侧。
分离出气管后，在其两侧可见到搏动着的颈部动脉，用眼科镊或小弯钳细心分离出左侧的颈总动脉（游离长度需3-4cm），在下面穿细线两根备用。
若有颈总动脉的分支，应将分枝两端结扎，在其中间剪断。
图1—1家兔颈部血管神经解剖位置示意图
3、颈外静脉分离术：
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