实验动物基本操作.ppt
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实验动物基本操作,第一节实验动物的抓取与固定,抓取与固定是动物实验的一项基本技术，其目的是使动物保持在安静的状态下，顺利地进行各项实验。
不同种类的动物的抓取与固定方法不尽一致。
同种动物不同实验目的、实验内容，抓取与固定方法也可以不同。
不同实验者的操作习惯上也存在差异。
一、小鼠,
（一）、抓取用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央提起。
（二）、固定1、徒手固定
（1）将小鼠提起放在饲养盒盖子上，轻轻向后拉住。
（2）用左手拇指和食指抓住颈、背部中央皮肤。
（3）翻转抓住颈背部的左手，右手拉住鼠尾再用左手的小指压住尾根部，使整个小鼠呈一条直线。
2、固定板（器）固定
（1）将小鼠麻醉后，用细绳捆住小鼠四肢。
（2）准备一个15-20cm，边缘钉有5个钉子的方木板。
（3）将四肢用细绳固定在木版两侧的钉子上，在上颚切齿处用细绳固定在木版前方的钉子上。
固定板固定适用于大多数动物手术。
小鼠固定器适用于尾静脉注射。
二、大鼠和地鼠,
（一）抓取1、周龄较小的大鼠和地鼠，可以像小鼠一样抓住尾部提起。
2、周龄较大的大鼠可张开左手虎口，迅速将拇、食指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，然后调整左手拇指的位置，紧抵在下颌骨上即可进行实验操作。
12,注意：
操作者第一次抓取大鼠时，最好戴防护手套；不能捉提尾尖，也不能长时间将大鼠悬在空中。
（二）固定1、徒手固定：
对体重较小的大鼠可用拇指、食指捏住大鼠耳部及颈部皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心，调整好大鼠在手中的姿势即可进行实验操作。
如：
灌胃、腹腔注射、肌肉注射、皮下注射等实验。
2、固定板固定：
方法与小鼠固定板固定相同，只是需选择更大一些的固定板。
3、固定器（盒）固定：
方法与小鼠固定器（盒）固定相同，只是固定器较小鼠的大。
同样适用于大鼠尾静脉注射。
三、豚鼠,
（一）抓取抓取幼龄豚鼠时，用两手捧起；成熟豚鼠可以用左手大把抓起。
16,注意：
豚鼠性情温和，一般不伤人，但胆小易惊，易造成自伤。
抓取时，不能太粗野，更不能抓腰腹部，在操作过程中，如果豚鼠挣扎，手不要越握越紧，否则会造成豚鼠呼吸困难，甚至死亡。
（二）固定1、徒手固定：
先用左手轻轻扣、按住豚鼠背部。
顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环箍其颈部。
用右手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取保定。
2、固定板（器）固定：
与大、小鼠，豚鼠固定板固定基本一致。
四、实验兔,
（一）抓取抓住颈背部皮肤及两耳提起，并用左手托住兔腹部或臀部，使其重量主要落在左手上。
注意：
家兔温顺，一般不会咬人，但脚爪较锐利，要防止被抓伤。
另外抓取时不能只提兔耳或四肢，也不能用单手只抓颈背部皮肤。
（二）固定1、徒手固定：
用一只手抓住兔的颈背部皮肤，另一只手抓住兔的两后肢，固定在实验台上。
也可以坐在椅子上用一手抓住兔颈背皮肤和两耳，大腿挟住兔的后半身，用另一只手抓住两前肢将兔固定。
此固定方法适用于腹腔、肌肉注射，及经口给药。
2、固定盒固定：
此固定方法适用于头、耳部位实验。
3、固定板（台）固定：
此固定方法可使兔俯卧、仰卧或侧卧固定，适宜于兔头、颈、躯干手术及其它实验操作。
兔子固定板固定,五、实验犬,
（一）抓取对未经驯服和调教的外购犬抓取时，可用特制的长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带或粗绳缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈部，防止脱落。
（二）固定实验台固定：
用特制的长柄铁钳夹住犬的颈部后，麻醉动物。
将麻醉的犬放在实验台上，再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。
并将犬舌拉出。
此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、背部位的实验。
注意：
狗性情凶恶、咬人，特别是对陌生人有攻击性。
对刚购入的狗要特别小心，避免被其咬伤。
在缚嘴时，动作要迅速，捆绑松紧要适中。
六、实验猴,31,不管采用哪种抓取与固定方法，都应遵守的基本原则是：
1.保证实验人员的安全。
2.防止动物意外损伤，禁止采取粗暴的动作。
因此在抓取与固定动物时，应了解动物的生活习性，生理解剖结构，体重、体型，实验内容确定动物的抓取与固定方法。
第二节年龄的大致判断,
（一）大、小鼠,1、根据形态鉴定日龄（大、小鼠情况基本一样）,2.根据体重鉴定日龄小鼠日龄与体重的对应,大鼠日龄与体重的对应,
（二）豚鼠,一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽，眼神呆滞，行动迟缓。
而年轻豚鼠牙齿短白，爪短软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身体。
也可根据体重来推断大致年龄。
同日龄豚鼠，雌性体重略高于雄性。
与大鼠一样，其体重受多种因素的制约。
实验对年龄要求比较严格时，必须由卡片记录提供准确年龄。
家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重要标志。
青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。
白色家兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。
1岁家兔红色与白色长度相等；1岁以下，红多于白；1岁以上，白多于红。
还可根据趾爪的长度与弯曲度来区别。
青年兔趾爪较短，直平，隐在脚毛中，随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而且爪尖钩曲。
另外，家兔皮薄而紧，眼神明亮，行动活泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行动迟缓的为老年兔。
（三）家兔,犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、外形颜色等情况综合判定。
仔犬在出生后十几天即开始生出乳齿，2个月以后开始由门齿犬齿臼齿顺序逐渐更换为恒齿，8l0个月齿换齐。
但犬齿需要1岁半以后才能长坚实。
饲养场饲养的品种犬，可以根据记录，明确了解年龄，而收购的杂种犬就无法知道确切年龄。
实际中，可根据犬齿更换和磨损情况，估计犬的年龄。
（四）犬,第三节性别鉴定,小鼠性别鉴定,小鼠性别鉴定,小鼠性别鉴定,兔的性别鉴定,初生兔仔如阴部孔洞扁圆而略大于肛门，且与肛门相向、距离较近的是母兔；孔洞呈圆形而略小于肛门，孔洞向前而距肛门较远的是公兔。
三月龄以上的兔子，只要看有无阴囊即可区别公母。
兔子的性别鉴定（雌）,兔子的性别鉴定（雄）,第三节动物编号,动物实验时，当使用的动物数或实验分组数大于1时，需要对动物个体间或组间区别开来，就需进行编号与标记。
因此编号与标记的目的就是动物个体与组别的识别。
标记的方法很多，良好的标记方法应满足：
号码清楚、持久、简便易认和适用，不影响实验结果，对动物的刺激小，标记物对动物无毒性。
编号方法无定法，原则是使实验者能够识别动物个体和组别。
实验动物编号标记标准操作规程,1目的：
为了规范实验动物编号标记方法，对分组后的实验动物进行标记编号，制定本程序。
2范围：
适用于实验动物编号标记的活动。
3职责：
所有实验人员应遵守本规程，动物实验室负责人负责监督和管理。
4工作程序：
4.1良好的标记方法应满足标号清晰、耐久，简便、适用、无明显损伤、无毒和易辨认等要求。
常用的标记方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法、挂号牌法、挂环法等。
4.2染色法：
染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染，或用不同颜色等代表一定的编号，来区别各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。
4.2.1常用染色剂：
黄色：
35苦味酸溶液红色：
0.5中性红或碱性品红溶液咖啡色：
2硝酸银溶液（涂后需光照10分钟）黑色：
煤焦油的酒精溶液紫色：
龙胆紫溶液,4.2.2编号的原则：
如动物数在10只以下，在左前腿上为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾基部为6，右前腿为7，右腰部为8，右后腿为9。
如果动物编号超过10，需要编10100号码时，可采用在上述动物的不同部位，再涂染另一种涂染剂（如0.5中性红或品红溶液）斑点，即表示相应的十位数，即左前腿上为10，左腰部为20。
如在左前腿上标记红色和黄色斑点，表示为11，如果红色标记在左前腿上，而黄色标记在左腰部，是12，以此类推。
如图。
本设施大小鼠采用染色法编号标记。
4.3烙印法：
用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的墨黑在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
4.4号牌法：
用金属制号牌固定于实验动物的耳上或系颈上。
耳标签、项圈、腿圈，中、大型动物。
4.5鼠尾标记编号用苦味酸溶液涂擦在鼠尾部（图）。
4.6孔法或剪口法：
耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号，根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少，来区分实验动物的方法。
用打孔机在耳朵打孔后，必须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部，以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。
耳孔法可标记三位数之内的号码。
另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳边上剪缺口的方法，作为区分实验动物的标记。
打耳孔法：
小型动物,4.7剪趾法：
小型动物,第四节分组,随机化分组,避免人为影响例：
将14只小鼠随机分成两组。
先将小鼠编为114号，在随机数字表上任点一数，按任意方向连续抄14个随机数字。
编排如下：
动物编号1234567891011121314随机数字1622779439495443548217379323归组BBABAABABBAAAA奇数代表A织，偶数代表B组A组：
356811121314B组：
1247910调整分组：
接刚才随机数字23继续抄表得随机数字78，用78除以8（因为需要把A组的8个数字调整掉一个），得余数6，所以把A组的第6个动物，即12号动物调整到B组,最终分组A组：
3568111314B组：
124791012,例：
12只大鼠随机分为3组大鼠编号112在随机数字表上任点一数，按任意方向连续抄12个随机数字每个数分别用3除，记录余数根据余数分组大鼠编号：
1，2，3，4，5，6，7，8，9，10，11，12随机数字：
08，27，01，50，15，29，39，39，43，79，69，10余数：
2，0，1，2，0，2，0，0，1，1，0，1组别：
B，C，A，B，C，B，C，C，A，A，C，A,A：
3，9，10，12B；1，4，6C：
2，5，7，8，11调整分组：
接刚才随机数字10继续抄表得随机数字61，用61除以5（因为需要把C组的5个数字调整掉一个），得余数1，所以把C组的第1个动物，即2号动物调整到B组。
最终分组A：
3，9，10，12B；1，2，4，6C：
5，7，8，11,第五节去毛,1、剪毛：
弯头剪毛剪。
2、拔毛：
大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉注射。
3、剃毛：
将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛向剃毛。
4、化学脱毛：
常用脱毛剂8%硫化钠水溶液硫化钠3份，洗衣粉1份、淀粉7份，加水调成糊状硫化钡50克，氧化锌25克，淀粉25克，加水100毫升调成糊状硫化钠10克，生石灰15克，加水到100毫升，适合犬和其他大动物。
第六节实验动物的给药途径与方法,注射法胃肠给药法用于皮肤的涂布给药法用于呼吸道的吸入给药法在实验过程中，应根据实验目的、动物种类、药物类型选择给药途径和方法，若是临床前药物的动物实验，给药方法应与人的给药途径一致。
实验动物的给药方法,一、注射,皮内注射皮下注射肌肉注射腹腔注射静脉注射,脑膜下注射脑内注射胸腔内注射腰椎内注射关节腔注射心内注射,皮内注射（i.d）,一般用于接种或过敏实验。
将药液注射在真皮和表皮之间。
皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用注射器连4（1/2）号细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
皮下注射（s.c）,注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
注射量：
0.1ml0.3ml10g体重。
皮下注射部位：
狗、猫大腿外侧豚鼠后大腿的内侧或小腹部鼠侧下腹部兔背部或耳根部蛙脊背部淋巴腔,肌肉注射（i.m）,原理：
将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。
器材：
1ml注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
注射部位：
一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外侧，回抽无血即可注射。
腹腔注射（i.p）,用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推0.51.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
1、小鼠：
尾静脉2、大鼠：
尾静脉、阴茎静脉、舌下静脉、浅背侧跖静脉,静脉注射（i.v）,大小鼠有上、左、右3根尾静脉，成品字型,小鼠尾静脉注射,大鼠阴茎静脉注射,大鼠舌下静脉注射,大鼠浅背侧跖静脉注射,3、豚鼠：
浅背侧跖静脉、耳静脉注射4、家兔：
耳静脉注射5、猪：
耳缘静脉6、猴：
前肢桡静脉、后肢隐静脉注射,兔耳缘静脉注射,7、猫、狗：
前肢内侧头静脉、后肢外侧小隐静脉注射,猴的后肢皮下静脉注射,二、胃肠给药法,自动口服给药加入饲料或饮水掰开口，放到舌根部灌胃给药直肠给药,灌胃（i.g）,1、小鼠、大鼠、豚鼠灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠34cm，大鼠或豚鼠46cm后可将药物注入。
常用的灌胃量小鼠为0.21ml，大鼠14ml，豚鼠为15ml。
2、狗、兔、猫、猴灌胃时，先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用木料制成长方形，长约1015cm，粗细应适合狗嘴，约23cm，中间粘一小孔，孔的直途为510cm。
灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正确插入食道，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液灌入。
灌胃管插入长度狗为20cm，兔子为12-15cm。
动物最大灌胃量,97,第七节采血方法,实验动物的采血方法很多，按采血部位不同，可分为：
尾部采血、耳部采血、眼部采血、心脏采血、大血管采血等。
具体而言，主要包括剪尾采血、鼠尾刺血、眼眶静脉丛采血、断头采血、心脏采血、颈静（动）脉采血等等。
选择什么采血部位与使用何种采血方法，需视动物种类、检测目的、试验方法及所需血量而定。
1.小鼠、大鼠采血法
（1）尾静脉采血法：
用血量不多时，可采用本法。
A.剪尾或切开尾静脉动物固定后，露出尾巴，使尾部血管扩张，擦干，剪去尾尖（小鼠约1-2mm，大鼠5-10mm），血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用吸管吸取。
也可切开尾静脉一段，用试管等接住血液。
该法可反复多次使用。
B.针刺尾静脉固定动物，消毒，擦干。
操作时，在尾尖部向上数厘米处用拇指和食指抓住，对准尾静脉用注射器刺入后立即拔出。
采血后用压迫止血法进行止血。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
尾部采血,
（2）心脏采血将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。
在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。
当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。
心脏采血注意要点A.要迅速而直接插入心脏，否则心脏将从针尖移开。
B.如果第一次没有刺准，将针头拔出重刺，但不要在心脏周围乱探，以免顺上心、肺。
C.要缓慢而稳定地抽吸，否则太多的真空反而使心脏塌陷。
如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
（3）摘眼球采血此法常用于鼠类大量采血。
所采的血液微眶动脉和眶静脉的混合血。
采血时，用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，是动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
该法可避免断头取血时因组织液混入所导致的溶血现象，且由于取血过程中动物未死，心脏还在跳动，因此取血量多于断头法。
一般可取约为小鼠体重4-5%的血液量。
但该方法易导致动物死亡，只能一次采血。
（4）眶静脉丛（窦）采血小鼠为眶静脉窦，大鼠、地鼠、沙鼠等位眶静脉丛。
将动物麻醉，采用侧眼向上固定体位，用左手拇指和食指从背部较紧地握住大（小）鼠颈部。
取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，是头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。
小鼠0.20.3ml大鼠0.40.6ml,右手持注射器或长颈硬质毛细玻璃管将采血管与鼠成45角，在泪腺区域内，用采血管有眼内角在眼睑和眼球之间相喉头方向刺入，若为针头，其斜面先向眼球，刺入后再转180角使斜面对着眼眶后界。
由于血压的关系，血液即自动流入玻璃管中，得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时拔出采血量。
刺入深度：
小鼠约2-3mm，大鼠约4-5mm，达到蝶骨后管道阻力，再稍后退0.1-0.5mm。
2.兔的采血方法
（1）耳缘静脉采血将兔固定后选耳静脉清晰的耳朵，将耳静脉部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。
用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用注射器在耳缘静脉末端刺破血管待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血，取血完毕用棉球压迫止血。
此种采血法一次最多可采血5-10ml。
（2）耳中央动脉采血经兔耳中央的一条较粗、颜色鲜红的动脉采血，可采到约10-15ml/次血。
操作方法基本与静脉采血同。
由动脉末端，朝向心方向进针，取血完毕后注意止血。
注意事项：
不要在耳近根部进针，因其耳根部组织较厚，血管游离，位置较深，不清晰，易刺透血管造成皮下处血。
兔胆小易惊，其外周血液循环对外界环境刺激极为敏感，耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此，抽血前必须让兔耳充血，并赶在动脉扩张，而未发生痉挛性收缩前立即抽血。
（3）心脏采血方法同小鼠心脏采血。
可用于一次性（开胸）或多次采血（不开胸）。
一次性开胸采血可得到80100ml血量,3.豚鼠：
1）心脏采血：
可用于一次性（开胸）或多次采血（不开胸）。
一次性开胸采血可得到510ml血量。
2）背跖静脉采血：
用于少量反复采血。
3）耳缘剪口采血,4.犬猫：
和静脉注射部位相同，前肢内侧头静脉、后肢外侧小隐静脉。
也可颈静脉（动脉）或心脏采血。
5.猪：
前腔静脉或耳大静脉采血6.羊：
颈静脉采血7.猴：
前肢头静脉、后肢皮下静脉或耳缘静脉等。
8.禽类：
翼下静脉,仔猪前腔静脉采血,
（一）采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在2528，冬季，1520为宜；
（二）采血用具有采用部位一般需要进行消毒；（三）采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；（四）若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。
（五）注意不同动物的采血量采血。
采血注意事项,、取少量血,、取中量血,、取大量血,4、最大安全采血量与最小致死采血量,实验动物循环血量,取血量上限及恢复时间,1、肝素：
抑制凝血酶活力，阻止血小板凝集。
纯品肝素1mg125U，10U20U抗1ml血凝集，但通常应用23倍剂量。
用法：
可配成1%肝素溶液，用时取0.1ml于试管内，100烘干，每管可抗凝510ml血。
或用1%肝素溶液湿润采血注射器。
肝素可改变蛋白质等电点，当用盐析法分离蛋白作分类测定时，不可用肝素抗凝。
常用抗凝剂,2、枸橼酸钠：
使凝血必需的钙离子失活。
常用35%水溶液，碱性较强。
3、草酸盐合剂：
草酸铵1.2g，草酸钾0.8g，福尔马林1.0ml，加蒸馏水至100ml。
使凝血必需的钙离子失活。
每毫升血加草酸盐合剂0.1ml。
4、氟化钠：
每毫升血加6mg。
1、胸水、腹水采集：
穿刺2、消化液采集：
唾液，胃液，胰液，胆汁3、精液采集：
中、大动物用假阴道，小动物穿刺附睾来采集精液。
4、脑脊液采集：
手术或小脑延髓池抽取5、骨髓采集：
大动物活体穿刺，小动物处死后取股骨或胸骨骨髓。
其他体液采集,6、尿液采集：
代谢笼收集特点是能将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的目的。
大鼠、小鼠、豚鼠、兔等中小型动物的尿液采集。
导尿管采集在动物的尿道或输尿管内插一根塑料导管采集尿液。
适用于兔、犬、猫等膀胱穿刺压迫排尿,第八节实验动物的麻醉方法,麻醉类型及方法,实验动物的麻醉分为全身麻醉和局部麻醉两种类型。
（一）全身麻醉：
指麻醉药通过呼吸道吸入，静脉、肌肉或腹腔注射，使动物产生短时间的意识丧失，痛觉消失，肌肉松弛和反射抑制等中枢神经系统抑制现象。
分为吸入麻醉和注射麻醉。
1吸入麻醉指挥发性麻醉剂经动物呼吸道吸入体内从而产生麻醉效果的方法。
常见的吸入麻醉剂有乙醚。
1）准备容器:
小型实验动物:
5000ml标本瓶1个,50ml试管或离心管1个。
如鼠类中型实验动物:
适当大小的玻璃箱1个,如猫、兔大体形动物:
麻醉口罩。
如犬,
（1）步骤与方法：
2）操作步骤:
放入挥发性麻醉剂-放入动物-密闭4-6分钟-麻醉-实验-小容器追加麻醉.,吸入麻醉的注意事项,A、容器密封性。
B、防止麻醉窒息和过量。
C、适时追加麻醉。
注射麻醉,通过注射的方法，将麻醉剂注入动物的体内，使动物进入麻醉状态的方法静脉注射肌肉注射腹腔注射,麻醉前准备,1、大动物禁食812h，防止呕吐，可饮水。
2、根据实验部位和种类，给动物脱毛。
3、犬、猪、猴等大动物可在麻醉前给予一些药物以减少动物紧张，减少支气管分泌。
（1）步骤与方法：
1）准备器械:
注射器2）注射麻醉方法：
腹腔注射：
固定动物-头下位-腹部后1/3处靠外侧。
静脉注射：
固定动物-血管-注射肌肉注射：
固定动物-肌肉发达处-注射,
（2）注射麻醉的注意事项：
A、腹腔注射时使动物的头处于低位，使内脏向上腹移动，可避免注射时伤及内脏。
B、静脉注射必须缓慢，过快会引起麻醉意外。
C、肌肉注射应在肌肉较发达的部位注射，有利于麻醉剂的吸收。
腹腔注射、肌肉注射和静脉注射麻醉动物各有优缺点，应根据麻醉剂的特性，动物解剖特点选择方法简单，麻醉效果好的注射方法。
麻醉药物,1、全麻药物
（1）乙醚：
强挥发性、易燃。
乙醚是最常用的吸入麻醉剂，各种动物适用。
机制：
抑制中枢神经系统。
特点：
安全范围大，肌肉完全松弛，对肝肾毒性小，麻醉诱导期和苏醒期较长。
副作用：
局部刺激大，引起上呼吸道黏膜分泌增加，导致呼吸道阻塞，可用阿托品对抗解救。
（2）巴比妥类：
种类很多，有巴比妥钠，戊巴比妥钠，硫喷妥那，苯巴比妥钠等。
适用于各种动物。
如实验中大小鼠常用3戊巴比妥钠溶液腹腔注射进行麻醉。
特点：
安全范围广，毒性小，麻醉潜伏期短，麻醉维持时间长。
可腹腔或静脉给药。
机理：
阻断神经冲动传递到大脑。
副作用：
过量使用可导致呼吸肌麻痹而死亡，同时抑制末梢循环，导致血压降低，并影响基础代谢，导致体温降低。
（3）氯胺酮：
常用其盐酸盐。
特点：
麻醉潜伏期短，麻醉维持期仅1020min，麻醉浅，安全性高，可重复给药。
机制：
阻断大脑联络途径。
副作用：
兴奋心血管系统，使血压升高，心率加快，偶尔引起呕吐。
（4）水合氯醛：
作用特点和巴比妥类相似。
但安全范围小，麻醉剂量和中毒剂量接近，对皮肤和黏膜有较强刺激。
2、局麻药物
（1）普鲁卡因：
是无刺激性的局麻药物。
特点：
麻醉速度快，注射后13分钟就可产生麻醉。
可以维持3045分钟。
对皮肤和黏膜穿透力很弱，需要注射给药才能产生局麻效果。
它可以使血管舒张，易被吸收入血液而失去效果。
在其溶液中加入肾上腺素（每100ml加入0.1%肾上腺素0.20.5ml）可以使麻醉时间延长12小时。
（2）利多卡因：
效力和穿透力比普鲁卡因强。
（3）的卡因：
化学结构和普鲁卡因类似，效力和穿透力比普鲁卡因强。
动物的麻醉效果直接影响实验的进行和实验结果。
在麻醉过程中必须善于判断麻醉程度，观察麻醉效果。
判断麻醉程度的指标有：
（1）呼吸：
加快或不规则，则麻醉过浅，可再追加麻醉，若呼吸由不规则转变为规则且平稳，说明已达到麻醉深度。
若动物呼吸变慢，说明麻醉过深，动物有生命危险。
麻醉效果的观察,
（2）反射活动：
角膜反射灵敏，则麻醉过浅；反射迟钝，麻醉程度适宜；反射消失，伴瞳孔散大，则麻醉过深。
（3）肌
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