研究蛋白质与DNA相互作用的主要方法.docx

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研究蛋白质与DNA相互作用的主要方法

研究蛋白质与DNA相互作用的主要方法

引言

在许多的细胞生命活动中，例如DNA复制、mRNA转录与修饰以及病毒的感染等都涉及到DNA与蛋白质之间的相互作用的问题。

重组DNA技术的发展，人们已分离到了许多重要的基因。

现在的关键问题是需要揭示环境因子及发育信号究竟是如何控制基因的转录活性。

为此需要：

a、鉴定分析参与基因表达调控的DNA元件；

b、分离并鉴定这些顺式元件特异性结合的蛋白质因子；

这些问题的研究都涉及到DNA与蛋白质之间的相互作用。

研究DNA-蛋白质相互作用的实验方法主要包括：

a、凝胶阻滞实验；b、DNase1足迹实验；

c、甲基化干扰实验；d、体内足迹实验；f、拉下实验。

二、凝胶阻滞实验

1、概念：

凝胶阻滞实验（Gelretardationassay），要叫

6、应用：

a、凝胶阻滞实验可以用于鉴定在特殊类型细胞蛋白质提取物中，是否存在能同某一特定的DNA（含有转录因子结合位点）结合的转录因子蛋白质；

b、DNA竞争实验可以用来检测转录因子蛋白质同DNA结合的精确序列部位；

c、通过竞争DNA中转录因子结合位点的碱基突变可以研究此种突变竞争性能及其转录因子结合作用的影响；

d、也可以利用DNA同特定转录因子的结合作用通过亲和层析来分离特定的转录因子。

三、足迹实验

1、定义:

足迹实验（foot-printingassay），是一种用来检测被特定转录因子蛋白质特异性结合的DNA序列的位置及其核苷酸序列结构的专门实验方法。

2、原理：

当DNA分子中的某一区段同特异的转录因子结合之后便可以得到保护而免受DNaseI酶的切割作用，而不会产生出相应的切割分子，结果在凝胶电泳放射性自显影图片上便出现了一个空白区，俗称为“足迹”。

3过程：

将待检测的双链DNA分子在体外用32P作5‘末端标记，并用适当的限制性内切酶切出其中的一个末端，于是便得到了一条单链末端标记的双链DNA

在体外同细胞蛋白质提取物（细胞核提取物也可以）混合，形成DNA-蛋白质复合体

在反应混合物中加入少量的DNaseI,并控制用量使之达到平均每条DNA链，只发生一次磷酸二酯键的断裂：

a、如果蛋白质提取物中不存在与DNA结合的特定蛋白质，使DNaseI消化之后，便会产生出距离放射性标记末端1个核苷酸，2个核苷酸，3个核苷酸------等等一系列前后长度均相差一个核苷酸的不间断的连续的DNA片段梯度群体；

b、如果DNA分子同蛋白质提取物中的某种转录因子结合，被结合部位的DNA就可以得到保护免受DNaseI酶的降解作用；

除去蛋白，加样在20%序列胶上进行电泳分离，实验分两组:

a、实验组：

DNA+蛋白质混合物

b、对照组：

只有DNA，未与蛋白质提取物进行温育

最后进行放射性自显影，分析实验结果。

4、结果判断:

实验组凝胶电泳显示的序列，出现空白的区域表明是转录因子蛋白质结合部；与对照组序列比较，便可以得出蛋白质结合部位的DNA区段相应的核苷酸序列。

5、其他的足迹实验方法：

除了DNase1足迹试验之外，目前还发展出了若干种其他类型的足迹实验，例如：

a、自由羟基足迹实验；b、菲咯啉铜足迹实验；c、DMS（硫酸二甲酯）足迹实验

DMS（硫酸二甲酯）足迹实验的原理

DMS能够使DNA分子中裸露的鸟嘌呤（G）残基甲基化，而六氢吡啶又会对甲基化的G残基作特异性的化学切割。

如果DNA分子中某一区段同转录因子结合，就可以避免发生G残基的甲基化而免受六氢吡啶的切割作用。

四、甲基化干扰实验

1、概念：

甲基化干扰实验（Methylationinterferenceassay）是根据DMS（硫酸二甲酯）能够使DNA分子中裸露的鸟嘌呤（G）残基甲基化，而六氢吡啶又会对甲基化的G残基作特异性的化学切割这一原理设计的另一种研究蛋白质同DNA相互作用的实验方法。

应用这种技术可以检测靶DNA中G残基的优先甲基化，对尔后的蛋白质结合作用究竟会有什么效应，从而更加详细的揭示出DNA与蛋白质相互作用的模式。

2、实验步骤：

用DMS处理靶DNA使之局部甲基化（平均每条DNA只发生一个G碱基甲基化作用）

同细胞蛋白质提取物一起进行温育，促进使DNA与蛋白质的结合

进行凝胶电泳形成两种靶DNA条带：

a、其一没有同蛋白质结合的DNA正常电泳条带

b、其二同特异蛋白质结合而呈现滞后的DNA电泳条带

将这两种DNA电泳条带分别从凝胶中切出，并用六氢吡啶进行切割，结果为：

a、甲基化的G残基被切割:

因为转录因子蛋白质只能够同未发生甲基化的正常的结合位点结合，所以在转录因子DNA结合位点序列中的G残基如果被DMS甲基化之后，转录因子就无法同其结合位点（顺式元件）发生结合作用，从而使得结合位点中的G残基同样也要被六氢吡啶切割；

b、不具有甲基化G残基的靶DNA序列则不会被切割

将结合蛋白质的DNA条带和不结合蛋白质的DNA条带，经六氢吡啶切割作用之后，再进行凝胶电泳作放射自显影，读片并分析结果

3、结果判断：

a、同转录因子蛋白质结合的靶DNA序列，经六氢吡啶切割之后，电泳分离呈现两条带，有一个空白区

b、不同转录因子蛋白质结合的靶DNA序列，经六氢吡啶切割后，电泳分离呈现三条带，没有空白区域的出现。

4、应用：

a、甲基化干扰实验可以用来研究转录因子与DNA结合位点中的G残基之间的联系；

b、是足迹实验的一种有效的补充手段，可以鉴定足迹实验中DNA与蛋白质相互作用的精确位置

5、缺点：

DMS只能使DNA序列中的G和A残基甲基化，而不能使T和C残基甲基化。

五、体内足迹实验

上面讨论的三种研究转录因子与DNA相互作用的方法，有一个共同的不足之处在于它们是在体外进行的实验，因此人们就会考虑这些实验结果是否能够反映细胞内发生的真实生命过程，即细胞内发生的真实的DNA与蛋白质的相互作用情况。

为了解答这个问题，科学家就设计出了一种体内足迹试验（invivofoot-printingassay），该方法可以看做是体外DMS足迹实验的一个变种。

1、原理：

体内足迹试验的原理原则上同体外DMS足迹实验无本质差别，即

a、DMS能够使G残基甲基化；

b、六氢吡啶能特异的切割甲基化的G残基；

c、同特异转录因子蛋白质结合的识别序列中的G残基由于受到蛋白质的保护而不会被DMS甲基化，于是不会被六氢吡啶切割；

d、同对照的裸露的DNA形成的序列梯作比较，就会发现活细胞DNA形成的序列梯中缺少G残基没有被切割的相应条带。

2、过程：

用有限数量的化学试剂DMS处理完整的游离细胞，使渗透到胞内的DMS浓度恰好导致天然染色体DNA的G残基发生甲基化对这些经过DMS处理的细胞提取DNA，并在体外加入六氢吡啶作消化反应PCR扩增后作凝胶电泳分析，因为在体外实验中用的是克隆的DNA片段其数量足够，而在体内足迹实验中用的是从染色体DNA中分离获得的任何一种特异的DNA，其数量是微不足道的，所以需要经PCR扩增以获得足够数量的特异DNA放射自显影，读片并记录读片的结果

3、结果判断：

a、能够同转录因子蛋白质结合的DNA区段其中G残基受到保护因而不会被DMS甲基化避免了六氢吡啶的切割作用；

b、体外裸露的DNA分子上，G残基被DMS甲基化而被六氢吡啶切割。

六、拉下实验（Pull-downassay）

拉下实验又叫做蛋白质体外结合实验（bindingassayinvitro），是一种在试管中检测蛋白质之间相互作用的方法。

其基本原理是将某种小肽（例如生物素、6-His标签以及谷胱甘肽转移酶等）的编码基因与诱饵蛋白的编码基因重组，表达为融合蛋白。

分离纯化融合蛋白并与磁珠结合，使之固相化之后，再与表达目的蛋白的细胞提取物混合保温适当时间，例如在4℃下保温过夜，使目标蛋白同已经固定在磁珠表面的融合蛋白中的诱饵蛋白充分的结合。

离心收集与固定化的融合蛋白（即与磁珠相互结合的融合蛋白）中的诱饵蛋白相结合的目的蛋白，经过煮沸处理使目的蛋白与诱饵蛋白相脱离从而从固相支持物（例如磁珠）上脱离下来，收集样品，再与目标蛋白的抗体作Westernblotting分析，以检测出与诱饵蛋白的目标的目标蛋白。

染色质免疫共沉淀技术（ChIP）

真核生物的基因组DNA以染色质的形式存在。

因此，研究蛋白质与DNA在染色质环境下的相互作用是阐明真核生物基因表达机制的基本途径。

染色质免疫沉淀技术（chromatinimmunoprecipitationassay,CHIP）是目前唯一研究体内DNA与蛋白质相互作用的方法。

它的基本原理是在活细胞状态下固定蛋白质－DNA复合物，并将其随机切断为一定长度范围内的染色质小片段，然后通过免疫学方法沉淀此复合体，特异性地富集目的蛋白结合的DNA片段，通过对目的片断的纯化与检测，从而获得蛋白质与DNA相互作用的信息。

CHIP不仅可以检测体内反式因子与DNA的动态作用，还可以用来研究组蛋白的各种共价修饰与基因表达的关系。

而且，CHIP与其他方法的结合，扩大了其应用范围：

CHIP与基因芯片相结合建立的CHIP-on-chip方法已广泛用于特定反式因子靶基因的高通量筛选；CHIP与体内足迹法相结合，用于寻找反式因子的体内结合位点；RNA-CHIP用于研究RNA在基因表达调控中的作用。

由此可见，随着CHIP的进一步完善，它必将会在基因表达调控研究中发挥越来越重要的作用。

染色体免疫共沉淀（ChromatinImmunoprecipitation，ChIP）是基于体内分析发展起来的方法，也称结合位点分析法，在过去十年已经成为表观遗传信息研究的主要方法。

这项技术帮助研究者判断在细胞核中基因组的某一特定位置会出现何种组蛋白修饰。

ChIP不仅可以检测体内反式因子与DNA的动态作用，还可以用来研究组蛋白的各种共价修饰与基因表达的关系。

近年来，这种技术得到不断的发展和完善。

采用结合微阵列技术在染色体基因表达调控区域检查染色体活性，是深入分析癌症、心血管疾病以及中央神经系统紊乱等疾病的主要代谢通路的一种非常有效的工具。

它的原理是在保持组蛋白和DNA联合的同时，通过运用对应于一个特定组蛋白标记的生物抗体，染色质被切成很小的片断，并沉淀下来。

IP是利用抗原蛋白质和抗体的特异性结合以及细菌蛋白质的“proreinA”特异性地结合到免疫球蛋白的FC片段的现象活用开发出来的方法。

目前多用精制的proreinA预先结合固化在argarose的beads上，使之与含有抗原的溶液及抗体反应后，beads上的proreinA就能吸附抗原达到精制的目的。

实验最需要注意点就是抗体的性质。

抗体不同和抗原结合能力也不同，免染能结合未必能用在IP反应。

建议仔细检查抗体的说明书。

特别是多抗的特异性是问题。

其次，要注意溶解抗原的缓冲液的性质。

多数的抗原是细胞构成的蛋白，特别是骨架蛋白，缓冲液必须要使其溶解。

为此，必须使用含有强界面活性剂的缓冲液，尽管它有可能影响一部分抗原抗体的结合。

另一面，如用弱界面活性剂溶解细胞，就不能充分溶解细胞蛋白。

即便溶解也产生与其它的蛋白结合的结果，抗原决定族被封闭，影响与抗体的结合，即使IP成功，也是很多蛋白与抗体共沉的悲惨结果。

再次，为防止蛋白的分解，修饰，溶解抗原的缓冲液必须加蛋白每抑制剂，低温下进行实验。

每次实验之前，首先考虑抗体/缓冲液的比例。

抗体过少就不能检出抗原，过多则就不能沉降在beads上，残存在上清。

缓冲剂太少则不能溶解抗原，过多则抗原被稀释。

ChIP的一般流程：

甲醛处理细胞---收集细胞，超声破碎---加入目的蛋白的抗体，与靶蛋白-DNA复合物相互结合---加入ProteinA，结合抗体-靶蛋白-DNA复合物，并沉淀---对沉淀下来的复合物进行清洗，除去一些非特异性结合---洗脱，得到富集的靶蛋白-DNA复合物---解交联，纯化富集的DNA-片断---PCR分析。

在PCR分析这一块，比较传统的做法是半定量-PCR。

但是现在随着荧光定量PCR的普及，大家也越来越倾向于Q-PCR了。

此外还有一些由ChIP衍生出来的方法。

例如RIP（其实就是用ChIP的方法研究细胞内蛋白与RNA的相互结合，具体方法和ChIP差不多，只是实验过程中要注意防止RNase，最后分析的时候需要先将RNA逆转录成为cDNA）；还有ChIP-chip（其实就是ChIP富集得到的DNA-片段，拿去做芯片分析，做法在ChIP的基础上有所改变，不同的公司有不同的做法，要根据公司的要求来准备样品）。