分子生物学实验技术.docx
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分子生物学实验技术
分子生物学实验技术
实验一细菌的培养2
实验二质粒DNA的提取3
实验三紫外吸收法测定核酸浓度与纯度4
实验四水平式琼脂糖凝胶电泳法检测DNA5
实验五质粒DNA酶切及琼脂糖电泳分析鉴定7
实验六植物基因组DNA提取、酶切及电泳分析8
实验七聚合酶链反应（PCR）技术体外扩增DNA9
实验八RNA提取与纯化11
实验九RT-PCR扩增目的基因cDNA13
实验十质粒载体和外源DNA的连接反应15
实验十一感受态细胞的制备及转化16
实验十二克隆的筛选和快速鉴定18
实验十三DNA分析——Southern杂交19
一基本操作
实验一、细菌培养
实验二、质粒DNA提取
实验三、紫外吸收法测定核酸浓度与纯度
实验四、水平式琼脂糖凝胶电泳法检测DNA
实验五、质粒DNA酶切及琼脂糖电泳分析鉴定
实验六、植物基因组DNA提取、定量、酶切及电泳分析
实验八、植物RNA提取及纯化
二、目的基因获取
实验七、聚合酶链 式反应（PCR）技术体外扩增DNA
实验九、RT-PCR扩增目的基因cDNA
三、目的基因的克隆和表达
实验十、质粒载体和外源DNA的连接反应
实验十一、感受态细胞的制备及转化
实验十二、克隆的筛选和快速鉴定
实验十三、DNA分析——Southern杂交
实验一细菌的培养
一、目的
学习细菌的培养方法及培养基的配置。
二、原理
在基因工程实验和分子生物学实验中，细菌是不可缺少的实验材料。
质粒的保存、增殖和转化；基因文库的建立等都离不开细菌。
特别是常用的大肠杆菌。
大肠杆菌是含有长约3000kb的环状染色体的棒状细胞。
它能在仅含碳水化合物和提供氮、磷和微量元素的无机盐的培养基上快速生长。
当大肠杆菌在培养基中培养时，其开始裂殖前，先进入一个滞后期。
然后进入对数生长期，以20~30min复制一代的速度增殖。
最后，当培养基中的营养成分和氧耗尽或当培养基中废物的含量达到抑制细菌的快速生长的浓度时，菌体密度就达到一个比较恒定的值，这一时期叫做细菌生长的饱和期。
此时菌体密度可达到1×109~2×109/mL。
培养基可以是固体的培养基，也可以是液体培养基。
实验室中最常用的是LB培养基。
三、实验材料、试剂与主要仪器
（一）实验材料
大肠杆菌
（二）试剂
1、胰蛋白胨
2、酵母提取物
3、氯化钠
4、1mol/LNaOH
5、琼脂粉
6、抗生素（氨苄青霉素、卡那霉素等）
（三）仪器
1、培养皿
2、带帽试管
3、涂布器
4、灭菌锅
5、无菌操作台（含酒精灯、接种环、灭菌牙签等）
6、恒温摇床
四、操作步骤
（一）LB培养基的配制
配制每升培养基，应在950m1去离子水中加入：
细菌培养用胰蛋白胨10g
细菌培养用酵母提取物5g
NaCl10g
摇动容器直至溶质完全溶解，用1mol/LNaOH调节pH位至7.0。
加入去离子水至总体积为lL，在15lbf／in2（1.034×105Pa）高压下蒸气灭菌20min，即为LB液体培养基。
LB固体培养基是在其液体培养基的基础上另加琼脂粉15g/L。
（二）细菌的培养
（１）在液体培养基中培养
1、过夜培养
⑴取5ml液体培养基加入一只无菌的试管中。
⑵用接种环或灭菌牙签挑一个单菌落，接种于培养液中。
⑶盖好试管，在摇床上以60r/min速度，于37℃过夜培养。
２、大体积培养
⑴按1∶100的比例将过夜培养物加入到一无菌烧瓶中，烧瓶的体积应该是培养液体积的5倍以上。
⑵于37℃，约300r/min剧烈摇动培养。
（２）在固体培养基中培养细菌在固体培养基上培养主要是为了获得单菌落和短期保存。
平板划线法分离单菌落
⑴采用无菌技术，用接种环将接种物从平板的一侧开始划线。
⑵重新消毒接种环，从第一划线处将样品划线至平板的其余部分，重复划线直至覆盖整个平板。
⑶于37℃培养直至长出单菌落。
实验二质粒DNA的提取
目的
学习碱裂解法提取质粒的原理
原理
质粒（plasmid）是一种染色体外的稳定遗传因子，具有双链闭环结构的DNA分子。
它具有自主复制能力，能使子代细胞保持它们恒定的拷贝数，可表达它携带的遗传信息。
目前，质粒已广泛用作基因工程中目的基因的运载工具——载体。
质粒DNA的提取是依据质粒DNA分子较染色体DNA分子小，且具有超螺旋共价闭合环状的特点，从而将质粒DNA与大肠杆菌染色体DNA分离。
现在常用的方法有：
碱裂解法、密度梯度离心法、煮沸裂解法等。
实验室普遍采用的碱裂解法具有操作简便、快速、得率高的优点。
其主要原理：
利用染色体DNA与质粒DNA的变性与复性的差异而达到分离的目的。
在碱变性条件下，染色体DNA的氢键断裂，双螺旋解开而变性，质粒DNA氢键也大部分断裂，双螺旋也有部分解开，但共价闭合环状结构的两条互补链不会完全分离，当pH=4.8的乙酸钠将其pH调到中性时，变性的质粒DNA又恢复到原来的构型，而染色体DNA不能复性，形成缠绕的致密网状结构，离心后，由于浮力密度不同，染色体DNA与大分子RNA、蛋白质-SDS复合物等一起沉淀下来而被除去。
试剂与器材
一、试剂
1、LB液体培养基：
胰蛋白胨10g，酵母提取物5g，NaCl10g，溶解于1000mL蒸馏水中，用NaOH调pH至7.5。
高压灭菌20min。
2、LB平板培养基：
在每1000mLLB液体培养基中中加入15g琼脂，高压灭菌20min。
3、溶液Ⅰ：
50mmol/L葡萄糖,10mmol/LEDTA,25mmol/LTris-HCl（pH8.0）。
4、溶液Ⅱ：
0.2mol/LNaOH,1%SDS。
（必须现配）
5、溶液Ⅲ：
pH4.8的醋酸钾溶液（5mo1／L乙酸钾60mL，冰乙酸11.5mL，水28.5mL）。
6、TE缓冲液（pH8.0）：
10mmol/LTris-HCl,1mmol/LEDTA。
7、无水乙醇和70%乙醇。
二、器材
1、Eppendorf管、离心管架
2、10，100，1000ul微量加样器
3、台式高速离心机
4、摇床、高压灭菌锅
5、大肠杆菌DH5α（含质粒）
操作步骤
一、培养细菌
将带有质粒的大肠杆菌接种于LB平板培养基上，37℃×24h，然后从平板上挑取单菌落，接种于5mL液体培养基中，37℃×12h。
二、提取步骤
1、将菌液移入1.5ml离心管，8000rpm×1min，倒置于滤纸上，彻底除去残液。
2、加入100ul预冷的溶液Ⅰ，用涡旋震荡器充分悬浮菌体。
3、加入4ulRNase，室温×2min。
4、加入200ul溶液Ⅱ，快速颠倒，温和混匀，冰浴5min。
此时溶液应非常粘稠。
5、加入150ul预冷的溶液Ⅲ，温和混匀（此时应有可见沉淀），冰浴5min。
6、12000rpm×5min。
转移上清液至另一1.5ml离心管中。
7、上清液加入2倍体积预冷的无水乙醇，混匀，-20℃×20min。
8、12000rpm×5min，彻底除去残液。
9、加入500ul70%乙醇洗DNA沉淀。
3000rpm×1min，彻底挥发除去乙醇。
10、加入40ulddH2O溶解DNA，待用。
（或用TE溶解，-20℃保存）。
实验三紫外吸收法测定核酸浓度与纯度
一、目的
学习测定DNA或RNA的浓度与纯度。
二、原理
核酸分子中的碱基集团含有共轭双键，它们对紫外光有强烈的吸收。
核酸的最大吸收波长在260nm，吸收低峰在230nm。
可以利用核酸的这一特性对其浓度进行测定。
在波长260nm下，A260=1时，双链DNA的含量为50µg/ml，单链DNA为33µg/ml，RNA为40µg/ml，寡聚核苷酸为20～30µg/ml。
测出核酸溶液在A260的值，即可得出浓度。
根据经验数据，纯得DNAA260/A280=1.8,纯的RNAA260/A280=2.0.若样品中含有蛋白或其它杂质会使其比值下降。
三、试剂与仪器
（一）试剂
TE缓冲溶液
（二）仪器
紫外分光光度计
四、操作步骤
1、开机，选择波长
开机前应先检查光路中有无障碍物。
然后开启电源开关预热20左右。
并调节波长在260nm下。
2、选择A档，调零
面表上有4个可供选择的模式，本实验选择测定A值，因此选择A模式。
待测核酸为水或TE溶液，选择水或TE做空白对照进行调零。
3、测定样品
将待测样品做适当稀释，用仪器配套的石英比色杯，以水或TE为对照的条件下测定，读取并记录样品A260的值。
4、计算样品的浓度
双链DNA浓度=50µg/ml×A260×稀释倍数
单链DNA浓度=33µg/ml×A260×稀释倍数
单链RAN浓度=40µg/ml×A260×稀释倍数
核酸总量=样品浓度×样品体积（ml）
实验四水平式琼脂糖凝胶电泳法检测DNA
目的
学习水平式琼脂糖凝胶电泳，检测DNA的纯度，DNA的构型，含量以及分子量的大小。
原理
水平式琼脂糖凝胶电泳是基因工程操作中最常规的实验方法，它简单易行，只需少量的DNA就能检测，其分辨效果比分光光度计法与溴化乙啶-标准浓度DNA比较法更高，更直接，检测DNA范围更广，其原理是溴化乙啶在紫外光照射下能发射荧光，当DNA样品在琼脂糖凝胶中电泳时，琼脂糖凝胶中的EB就插入DNA分子中形成荧光络合物；使得DAN发射的荧光，增强几十倍。
而荧光的强度正比于DNA的含量，如将已知浓度的标准样品做琼脂糖凝胶电泳的对照，就可比较出待测样品的浓度。
若用薄层分析扫描仪检测，则可精确地测得样品的浓度。
电泳后的琼脂糖凝胶块直接在紫外光下照射拍照，只需5~10ngDNA，就可以从照片上比较鉴别。
如肉眼观察，可检测到0.01~0.1ng的DNA。
在凝胶电泳中，DNA分子的迁移速度与分子量的对数值成反比。
质粒DNA样品用单一切点的酶酶切后与已知分子量大小的标准DNA片段进行电泳对照，观察其迁移距离，就可以该样品的分子量大小。
凝胶电泳不仅可分离不同分子量的DNA，也可鉴别分子量相同，但构型不同的DNA分子。
在抽提质粒的过程中，由于各种因素的影响，使得超螺旋共价闭环结构的
DNA（SC）的一条链断裂，变成开环（OS）分子，如果两条链发生断裂，就变成线形分子（L）分子。
这三种构型的分子有不同的迁移率。
在一般情况下，超螺旋迁移速度最快，其次为线形分子，最慢的为开环分子。
当提取到的质粒DNA样品中还有染色体DNA或RNA，在琼脂糖电泳上也可以分别观察到电泳区带，由此可以分析样品的纯度。
DNA分子在琼脂糖凝胶中泳动时，有电荷效应与分子筛效应，前者由分子所带净电荷的多少而定，后者则主要与分子大小及构型有关。
DNA分子在高于其等电点的溶液中带负电荷。
在电场中向着正极移动，在用电泳法检测DNA分子时，应当尽量减少电荷效应。
增加凝胶的浓度可以在一定程度上降低电荷效应，使得分子的迁移速度主要由分子受凝胶阻滞程度差异所决定，提高分辨率。
同时适当降低电泳时的电压，也可以使分子筛效应相应增强而提高分辨率。
试剂与器材
一、试剂
1、DNA样品
2、TBE缓冲液（5×）：
用时需稀释10倍
3、点样缓冲液Loadingbuffer（10×）：
0.25%溴酚蓝，40%甘油
4、溴乙啶染色液（EB）：
10mg/ml溴乙啶注意：
该试剂具致癌作用，用时要小心。
5、琼脂糖
二、器材
1、电泳仪系统
2、紫外灯
3、恒温水浴箱
操作步骤
1．选择合适的水平式电泳仪，调节电泳槽平面至水平，检测稳压电源与正负极的线路。
2．选择孔径大小适宜的点样梳，垂直架在电泳槽负极的一端，使得点样梳的底部与电泳槽水平面的距离为0.5~1.0mm。
3．制备琼脂糖凝胶：
按照被分离的DAN分子的大小，决定凝胶中琼脂糖的百分含量。
一般情况下可参考下表：
琼脂糖的含量（%）
g/ml
分离线状DNA分子的有限范围（kb）
0.3
60~5
0.6
20~1
0.7
10~0.8
0.9
7~0.5
1.2
6~0.4
1.5
4~0.2
2.0
3~0.1
称取琼脂糖溶解在电泳缓冲液中，一般配制约40ml凝胶液，置微波炉中或水浴加
热，至琼脂糖融化均匀。
4．将凝胶槽洗净擦干，两端用胶布封好，在一端插好梳子。
待凝胶溶液冷却至60℃
左右时，在凝胶溶液中加EB（EB最终浓度为0.5µg/ml），摇匀，轻轻倒入电泳槽水平板上，除掉气泡。
待凝胶完全凝固后，去掉两端封条，将凝胶槽移至电泳槽（槽中已加入TBE缓冲液），然后小心地拔掉梳子保持点样孔完整。
注意：
电极缓冲液要高出凝胶面2-5㎜。
5．待测的DNA样品中，加入1/5体积的点样缓冲液，混匀后小心的进行点样，记录样
品点样顺序和点样量。
6．开启电源开关，最高电压不超过5V/cm。
7．电泳时间看实验的具体要求而异，在电泳中途可用紫外灯直接观察，DNA各条区带
分开后电泳结束。
一般20min—3h，取电泳凝胶块直接拍照。
实验五质粒DNA酶切及琼脂糖电泳分析鉴定
原理
限制性内切酶可以识别双链DNA特定位点，并产生特异的切割，形成粘性末端或平末端，这样有利于DNA片段再连接。
限制性内切酶对环状质粒DNA有多少切点，酶切后就能产生多少个片段。
因此，鉴定酶切后的片段在电泳凝胶的区带数，就可以推断切点的数目；从片段迁移率的大小可以判断酶切片段大小的差别。
用已知相对分子量DNA为对照，通过电泳迁移率的比较，可以粗略地测出分子形状相同的未知DNA的相对分子质量。
质粒DNA在细胞内有三种构象：
①共价闭环DNA，常以超螺旋形式存在；②如果两条链中有一条链发生一处或多处断裂，分子就能旋转而消除链的张力，形成开环DNA；③线状DNA，双链DNA断开成线状。
电泳时，三种构象中，共价闭环DNA迁移率最大，其次是线状DNA和开环DNA。
因此在本实验中，质粒在电泳中呈现2~3条区带。
试剂与器材
一、试剂
1、EcoRⅠ酶
2、λDNA
3、TBE缓冲液（5×）：
用时需稀释10倍
4、点样缓冲液Loadingbuffer（10×）：
0.25%溴酚蓝，40%甘油
5、溴乙啶染色液（EB）：
10mg/ml溴乙啶注意：
该试剂具致癌作用，用时要小心。
6、琼脂糖
二、器材
1、电泳仪系统
2、紫外灯
3、恒温水浴箱
操作步骤
一、质粒DNA酶切
管号
①
②
③
质粒DNA
10
10
10
EcoRⅠ/ul
1
1
酶切Buffer（10×）/ul
2
2
2
ddH2O/ul
8
7
6
RNA酶
1
1、按下表将各种试剂分别加入每个Eppendorf管中，要注意管号。
2、加样后混匀，置于37℃水浴中，保温2h。
然后每个管中迅速加入2ulEDTA
终止反应。
二、琼脂糖凝胶电泳
1、琼脂糖凝胶的制备（1％）
称0.4g琼脂糖加40ml0.5XTBE缓冲液,加热熔解。
冷却至60℃加2ulEB，混匀。
2、胶板制备
将凝胶槽洗净擦干，两端用胶布封好，然后倒入熔好的琼脂糖，并在一端插好梳子。
待凝胶完全凝固后，去掉两端封条，将凝胶槽移至电泳槽，垂直拔掉梳子。
注意：
电极缓冲液要高出凝胶面2-5㎜。
3、加样
每个样品中加入1/10体积Loadingbuffer（10×），混匀后小心地加入样品槽中，要避免相互污染。
4、电泳观察
接通电源，电压为80V×1h左右，当溴酚蓝到达下沿1--2㎝处时，停止电泳。
5、观察及照相
将胶板拿出，用自来水小心地冲洗一下。
在紫外灯下观察结果，如果有条件也可用凝胶成像系统照相。
实验六植物基因组DNA提取、酶切及电泳分析
目的
掌握植物基因组DNA提取的一般方法及注意事项。
大分子量DNA分子的酶切分析。
原理
十六烷基三乙基溴化胺（CTAB）是一种去污剂，可溶解细胞膜，它能与核酸形成复合物，在高盐溶液中（0.7mol/LNaCl）是可溶的,当降低溶液盐浓度到一定程度（0.3mol/LNaCl）时,从溶液中沉淀,通过离心就可将CTAB与核酸的复合物同蛋白质、多糖类物质分开，然后将CTAB与核酸的复合物沉淀溶解于高盐溶液，再加乙醇使核酸沉淀，CTAB能溶解于乙醇。
试剂与器材
一、试剂
1、DNAextraction：
500ml
31.885gsorbitol（山梨醇）
6.05gtrisPH8.2（一般不调）
2、Nucleilysisbuffer:
500ml
100ml1MTrisPH7.5
100ml0.25MEDTA
200ml5MNaCl
10gCTAB
100mlddH20
3、5%sarkosyl（N-月桂酰肌氨基钠盐）500ml
用时，将上述三种溶液按1：
1：
0.4比例混匀，加入亚硫酸氢钠（3.8g/l）,65℃预热，既为抽提液。
二、器材
操作步骤
一、基因组DNA提取
1、取0.15g左右小麦叶片，在液氮中迅速研磨后放入1.5ml离心管中，加入700ul抽体液（65℃预热）混匀，65℃水浴裂解40-60min，期间温和混匀几次，加4ulRNase室温静置2min。
2裂解好的DNA，加入500ul氯仿：
异戊醇（24：
1），缓慢混匀，4℃×11000rpm×10min。
3、取上清于新管中，（不要混入氯仿），加入0.8-1倍预冷异丙醇，缓慢混匀后再猛烈混匀，使DNA成团，-20℃静置30min。
4、将析出的DNA离心，4℃×11000rpm×10min。
5、去掉上清，将沉淀用500ul70%乙醇清洗一次，
6、3000rpm×1min,彻底挥发除去乙醇，溶于40ulddH2O。
二、酶切及电泳分析
管号
①
②
③
④
⑤
⑥
λ基因组DNA/μg
1
1
植物基因组DNA
10
10
10
10
EcoRⅠ/ul
1
2
2
2
EcoRⅠBuffer（10×）
2
5
5
5
HindIII/ul
1
2
2
2
HindIIIBuffer（10×）
2
5
5
5
ddH2O/ul
26
26
13
13
6
5
RNA酶
1
37℃反应4h，迅速加入2ulEDTA中止反应。
0.8%琼脂糖凝胶电泳（样品全部点样）。
实验七聚合酶链反应（PCR）技术体外扩增DNA
目的
1、学习PCR反应的基本原理和实验技术。
2、了解引物设计的一般要求。
原理
聚合酶链反应（polymerasechainreaction，PCR）是体外酶促合成DNA片段的一种技术。
利用PCR技术可在数小时之内大量扩增目的基因或DNA片段，以用于基因工程操作。
PCR进行的基本条件：
⑴DNA模板（在RT-PCR中模板是RNA）；
⑵引物；
⑶dNTP（dATP、dTTP、dGTP、dCTP）
⑷TaqDNA聚合酶
PCR循环由三个步骤组成：
⑴变性使模板DNA解离成单链；
⑵退火使引物与模板DNA所需扩增序列结合；
⑶延伸DNA聚合酶利用dNTP合成与模板碱基序列互补的DNA链。
每一个循环的产物可作为下一个循环的模板，通过30个左右循环后，目的片段的扩增可达106倍。
引物设计：
要保证PCR反应能准确，特异，有效的对引物DNA进行扩增，通常引物设计要遵循以下原则：
⑴引物长度：
15~25个核苷酸；
⑵CG含量为40%~60%；
⑶Tm值为55℃（Tm=4（C+G）+2（A+T）计算；
⑷引物与非特异配对位点的配对率小于70%；
⑸引物自身配对形成的茎环结构，茎的碱基对小于3，
⑹两条引物间配对碱基数小于5个。
由于影响引物的设计的因素比较多，所以常常利用计算机来辅助设计。
本实验以实验一中提取的质粒DNA为模板，进行PCR扩增，大量得到目的DNA片段。
试剂与器材
一、试剂
1、TaqDNA聚合酶
2、10×反应缓冲液（含25mmolMgCl2）
3、dNTP
4、引物（P1、P2）
5、溴乙啶染色液（EB）：
10mg/ml溴乙啶。
注意：
该试剂具致癌作用，用时要小心。
6、点样缓冲液Loadingbuffer（10×）：
0.25%溴酚蓝，40%甘油。
二、器材
1、PCR扩增仪
2、电泳仪
3、台式离心机
4、紫外分析仪
5、恒温水浴
6、凝胶成像系统
操作步骤
一、PCR扩增
1、按下表加入试剂，并小心混匀。
模板为实验一中提取的质粒DNA。
试剂
体积（50ul）
ddH2O
35ul
10xbuffer
5ul
10×dNTP
5ul
PrimerP1
1ul
PrimerP2
1ul
模板
2ul
Taq酶（2.5U）
1.0ul
2、设置PCR程序：
94℃180s
94℃45s
35cycles:
55℃45s
72℃60s
72℃600s
3、运行PCR程序
二、PCR产物鉴定
反应结束后，取20ulPCR产物进行1.2%琼脂糖电泳分析。
实验八RNA提取与纯化
一、目的
掌握RNA提取的基本技术，了解RNA提取过程中的各种注意事项。
二、原理
RNA提取是分子生物学实验中难度较大的实验技术。
RNA提取和DNA提取有类似的地方，因为它们都是核酸，都具有较好的水溶性。
提取RNA首先破碎细胞，然后用提取液将RNA溶出，反复抽提去除蛋白质，加入乙醇沉淀RNA，将RNA沉淀溶解备用。
那么如何区分DNA和RNA分开？
DNA和RNA的溶解性不同，DNA在1M的盐溶液中具有最好的溶解度，而RNA在0.14M的盐溶液中具有最好的溶解度，所以可以利用它们的溶解性将它们进行区分。
另外，RNA的分子量一般比较小，而DNA分子很大且和蛋白结合成复合体，所以DNA更容易随蛋白沉淀，而RNA具有较好的溶解性。
RNA提取的另一个关键问题就是如何抑制或去除环境中RNA酶。
所有的玻璃、陶瓷和铁器具在180℃×6h以上。
所有的塑料器皿用0.1％的DEPC水37℃过夜浸泡，然后湿热灭菌80℃烘干备用。
配制溶液所需的水也要用DEPC处理过的水，而配置Tris相关的缓冲液时Tris会与DEPC发生反应，应避免用DEPC处理。
另外操作过程中应戴手套。
判断RNA的质量主要有两个标准，一是纯度，二是完整性（是否被降解）。
RNA的纯度可以通过分光光度计进行测定的A260／A280值来判断。
RNA的完整性主要通过电泳分析来阐明，未降解的总RNA电泳时在凝胶中会出现18S和28SrRNA对应的条带（如果有DNA污染则在RNA后会发现基因组DNA对应的条带）。
RNA电泳系统也要严格对RNA酶进行处理。
如果用普通琼脂糖凝胶电泳，则用尽量减少电泳时间。
三、试剂与器材
（一）试剂
1、暗培养7天的小麦苗，用前光照诱导3h
2、DEPC
3、DEPC处理的ddH2O
4、RNA提取液：
（每1000毫升中含有）
Tris6.06克（最终浓度为50mM）
LiCl6.03克（LiCl-H2O9.06克）（最终浓度为150mM）
EDTA（0.5
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