普通PCR常见问题及解决对策.docx
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普通PCR常见问题及解决对策
普通PCR常见问题及解决对策
一、普通PCR常见问题及解决对策
PCR产物的电泳检测时间一般为48h以内，有些最好于当日电泳检测，大于48h后带型不规则甚致消失。
1.假阴性，不出现扩增条带
PCR反应的关键环节有
①模板核酸的制备，
②引物的质量与特异性，
③酶的质量及活性
④PCR循环条件。
寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。
1.1模板
①模板中含有杂蛋白质，
②模板中含有Taq酶抑制剂，
③模板中蛋白质没有消化除净，特别是染色体中的组蛋白，
④在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚。
⑤模板核酸变性不彻底。
在酶和引物质量好时，不出现扩增带，极有可能是标本的消化处理，模板核酸提取过程出了毛病，因而要配制有效而稳定的消化处理液，其程序亦应固定不宜随意更改。
1.2酶失活
需更换新酶，或新旧两种酶同时使用，以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性。
需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭。
1.3引物
引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称，是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。
有些批号的引物合成质量有问题，两条引物一条浓度高，一条浓度低，造成低效率的不对称扩增，对策为：
①选定一个好的引物合成单位。
②引物的浓度不仅要看OD值，更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有引物条带出现，而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。
如一条引物亮度高，一条亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。
③引物应高浓度小量分装保存，防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分，导致引物变质降解失效。
④引物设计不合理，如引物长度不够，引物之间形成二聚体等。
1.4Mg2+浓度
Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大，浓度过高可降低PCR扩增的特异性，浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。
1.5反应体积的改变
通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。
或100ul，应用多大体积进行PCR扩增，是根据科研和临床检测不同目的而设定，在做小体积如20ul后，再做大体积时，一定要模索条件，否则容易失败。
1.6物理原因
变性对PCR扩增来说相当重要，如变性温度低，变性时间短，极有可能出现假阴性;退火温度过低，可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率退火温度过高影响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。
有时还有必要用标准的温度计，检测一下扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度，这也是PCR失败的原因之一。
1.7靶序列变异：
如靶序列发生突变或缺失，影响引物与模板特异性结合，或因靶序列某段缺失使引物与模板失去互补序列，其PCR扩增是不会成功的。
2.假阳性
出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致，有时其条带更整齐，亮度更高。
2.1引物设计不合适
选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性，因而在进行PCR扩增时，扩增出的PCR产物为非目的性的序列。
靶序列太短或引物太短，容易出现假阳性。
需重新设计引物。
2.2靶序列或扩增产物的交叉污染
这种污染有两种原因：
一是整个或大片段的交叉污染，导致假阳性。
这种假阳性可用以下方法解决：
①操作时应小心轻柔，防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。
②除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或器材均应高压消毒。
所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。
③必要时，在加标本前，反应管和试剂用紫外线照射，以破坏存在的核酸。
二是空气中的小片段核酸污染，这些小片段比靶序列短，但有一定的同源性。
可互相拼接，与引物互补后，可扩增出PCR产物，而导致假阳性的产生，可用巢式PCR方法来减轻或消除。
3.基因组出现非特异性扩增带
PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致，或大或小，或者同时出现特异性扩增带与非特异性扩增带。
3.1原因
一是引物与靶序列不完全互补、或引物聚合形成二聚体。
二是Mg2+离子浓度过高、
退火温度过低，
及PCR循环次数过多有关。
其次是酶的质和量，往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶则不出现，
酶量过多有时也会出现非特异性扩增。
3.2对策
①必要时重新设计引物。
②减低酶量或调换另一来源的酶。
③降低引物量，适当增加模板量，减少循环次数。
④适当提高退火温度或采用二温度点法（93℃变性，65℃左右退火与延伸）。
4.出现片状拖带或涂抹带或地毯样带
4.1原因
往往由于酶量过多或酶的质量差，
dNTP浓度过高，
Mg2+浓度过高，
退火温度过低，
循环次数过多引起。
4.2对策
①减少酶量，或调换另一来源的酶。
②减少dNTP的浓度。
③适当降低Mg2+浓度。
④增加模板量，减少循环次数。
二、荧光定量PCR常见问题及解决对策
1.无Ct值（信号）出现
1.1反应循环数不够：
一般都要在35个循环以上，可根据实验情况增加循环，但高于45个循环会增加过多的背景信号。
1.2检测荧光信号的步骤有误：
一般采用72℃延伸时采集荧光，Taqman方法则一般在退火结束或延伸结束采集信号。
1.3引物或探针降解：
可通过PAGE电泳检测其完整性。
1.4探针设计不佳：
设计探针温度低于引物，造成探针未杂交上而产物已延伸。
1.5模板量少：
对未知浓度的样品应从系列稀释样品的最高浓度做起。
1.6模板降解：
避免样品制备中杂质的引入以及模板反复冻融的情况发生。
2.如何确认模板中是否含有PCR反应阻害物质
有时RNA或cDNA模板中存在对反转录和荧光PCR反应的阻害物质。
为了确认这样的阻害物质的有无，我们可以使用高浓度的模板按3－4个梯度稀释，并使用其进行荧光定量PCR反应。
如果无阻害物质存在，得到的Ct值就会依模板浓度的变化而变化；而如果模板中有阻害物质的存在，实验过程中我们就会发现高浓度的模板有反应性能下降的现象。
3.Ct值出现过晚
3.1反应条件不佳：
未最佳反应条件，可重新设计引物或探针，适当降低退火温度，增加镁离子浓度等。
3.2PCR各种反应成分的降解或加样量不够。
3.3扩增产物片段过长：
一般采用100－200bp的扩增长度。
4.标准曲线的线性关系不佳
4.1加样存在误差，标准品稀释不呈梯度。
4.2标准品降解：
标准品尽量避免反复冻融。
4.3引物或探针不佳：
重新设计。
4.4模板中存在抑制物，或模板浓度过高。
5.阴性对照液出现明显的扩增
5.1荧光PCRmix或水被污染；
5.2引物二聚体的出现：
在35循环后阴性对照出现扩增属正常情况，可配合溶解曲线进行分析。
5.3反应过程中探针降解：
用PAGE电泳对探针进行检测。
6.溶解曲线不止一个主峰
6.1引物设计不佳：
避免二聚体和发夹结构的出现；
6.2引物浓度不佳：
适当调整引物浓度；
6.3退火温度低：
提高退火温度；
6.4镁离子浓度过高：
适当降低镁离子浓度；
6.5模板中有基因组的污染：
RNA提取过程中避免基因组DNA的污染，或通过引物设计避免非特异扩增。
7.如何避免荧光定量PCR中基因组DNA扩增？
7.1引物设计时避免基因组DNA扩增；
7.2在RNA提取过程中使用DNaseⅠ处理去除RNA中混有的基因组DNA。
8.扩增效率低
8.1反应试剂中部分成分特别是荧光染料降解；
8.2反应条件不佳：
适当降低退火温度或改为三步扩增法；
8.3反应体系中有抑制物：
一般为模板中引入，应先把模板适当稀释，再加入到体系中，减少抑制物的影响。
9.重复性不好
9.1加样不准确；
9.2仪器在样品上温度条件有差异，温度均一性不好；
9.3模板浓度低：
样品初始浓度越低，重复性越差，应减少样品的稀释倍数。
10.扩增曲线不正常，刚进入指数期就很快进入平台期并向右下弯曲
10.1基线等设置不当：
按仪器说明书重新操作；
10.2模板量过多：
当扩增曲线在10个循环内起峰时，应将模板稀释100－1000倍后使用。
11.各孔间的荧光信号如何进行校正
由于加样操作的误差、离心管透光性能的差异、荧光激发效率的差异等偶然误差不可避免，因此仪器收集到的原始信号必须进行归一化校正，以消除这些因素对定量结果的影响。
这种校正可以通过在反应体系中添加额外的荧光染料来实现，一般采用红色ROX荧光，称为阳性参比信号。
ROX在反应缓冲液中的浓度是固定的，因此其信号的强度与反应体系的总体积和总的荧光激发效率正相关。
ROX校正可以提高定量数据的精度和重现性，减少孔间差异。
12.荧光定量PCRCT值一般在多少后认为模板没扩增？
当进入对数期的循环数大于35时，RealTimeRT-PCR检测无效，基因没有表达；当进入对数的循环数在32-35个循环时，需要有至少3个重复才能判断是否能检测到基因的表达。
三、DNA限制性内切酶酶切反应
1.底物DNA没有被所用限制酶切断，为什么?
1.1底物DNA上没有该限制酶的识别、切断位点。
特别是一些经过重组等处理的DNA，碱基易发生缺失、变化等。
1.2限制酶识别位点上的A或C被甲基化。
部分限制酶对识别位点中的碱基是否被甲基化比较敏感，从而无法切断该位点。
被甲基化的部位，根据底物DNA及宿主种类的不同而不同。
大多数大肠杆菌都带有2种具有特异性识别位点的甲基化酶，即dammethylase（G6mATC）和dcmmethylase（C5mCWGG）。
在进行转化时，通常使用的菌株为C600、HB101、JM109等，因为都带有dam、dcm甲基化酶，所以使用这些菌株制备的DNA时，必须注意。
另外，动物由来的DNA，CG序列多为5mCG；植物由来的DNA，CG及CNG序列多为5mCG和5mCNG。
1.3底物不纯。
如果底物DNA中含有限制酶阻害物质，会影响限制酶的酶切作用。
在此种情况下，底物DNA须重新进行纯化。
1.4底物DNA种类不同，它们的大小，切点数也不同,达到完全分解时,所需要的酶量也不同,从这些数据中计算出的[完全分解1mgDNA所需要的限制酶预计量]与[实际量]，也因限制酶的种类不同而有差别，这些差别被认为是酶同其识别位点周围的高级结构亲和程度而产生的。
例如,限制酶NaeI在切断pBR322DNA时,就有着非常难以切断的部位。
1.5Star活性（星号活性）
限制酶在一些特定条件下使用时，对于底物DNA的特异性可能降低。
即可以把与原来识别的特定的DNA序列不同的碱基序列切断，这个现象叫Star活性。
Star活性出现的频率，根据酶、底物DNA、反应条件的不同而不同，可以说几乎所有的限制酶都具有Star活性。
并且，它们除了识别序列的范围增大之外，还发现了在DNA的一条链上加入切口的单链切口活性，所以为了极力抑制Star活性，一般情况下，即使会降低反应性能，也提倡在低甘油浓度、中性pH、高盐浓度条件下进行反应。
2.怎样确认酶切位点是否被甲基化?
一般情况下，从大多数的大肠杆菌中提取的DNA，几乎都存在被甲基化的现象，其相对应识别序列的受甲基化影响的限制酶即切不开该酶切位点。
而只有在转化时选用了甲基化酶欠损的大肠杆菌作为宿主，提取的DNA才不会被甲基化。
在实际操作中，如果使用受甲基化酶影响的限制酶对从一般的大肠杆菌中提取的DNA进行酶切反应，而没切开，或者对测序结果有酶切位点的片段，切不开，其酶切位点被甲基化的可能性就比较大，这时就要选用不受甲基化影响的限制酶进行酶切。
3.酶切位点被dam或dcm甲基化，要想切开怎么办?
一种方法是，选用不受dam、dcm甲基化影响的限制酶进行酶切反应。
例如Sau3AI、MboI具有相同的酶切位点，但MboI受dammethylase的影响，而Sau3AI不受dammethylase的影响。
另外一种方法是，使用dam、dcm甲基化酶欠损的宿主菌（例如GM33）进行DNA的转化和制备。
还可以使用PCR方法对该DNA进行扩增，然后再进行酶切。
4.限制酶活性定义的1U是在37℃条件下，经1小时，将1•μgDNA完全切断的酶量，对所有的底物DNA都可以完全切开吗?
由于底物DNA的不同，其含有的酶切位点的摩尔浓度不同，空间结构也不相同，这些，都会对酶切反应的速度产生影响，所以，相同的酶量，不一定能将不同的底物切开。
5.设计引物做PCR产物时，酶切位点的保护碱基如何设计比较合适?
各种限制酶，所需要的酶切位点的保护碱基的数量不同。
一般情况下，在酶切位点以外多出3个碱基，即可以满足几乎所有限制酶的酶切要求。
详细情况，请参照NEB公司的网页（http:
//www.neb-
6.导致或抑制星号活性的因素
6.1导致星号活性的因素：
1）较高的甘油浓度（>5%v/v）；
2）酶与底物DNA比例过高（不同的酶情况不同，通常为>100U/µg）；
3）低盐浓度（<25mM）；
4）高pH值（>pH8.0）；
5）存在有机溶剂（如DMSO、乙醇、乙烯乙二醇、二甲基乙酰胺、二甲基甲酰胺、sulphalane等）；
6）用其他二价离子替代镁离子（如Mn2+，Cu2+，Co2+，Zn2+等）；
以上因素的影响程度因酶的不同而有所不同。
例如EcoRI比PstI对甘油浓度更敏感，而后者则对高pH值更敏感一些。
6.2抑制星号活性的方法：
1）尽量用较少的酶进行完全消化反应。
这样可以避免过度消化以及过高的甘油浓度。
2）尽量避免有机溶剂（如制备DNA时引入的乙醇）的污染。
3）将离子浓度提高到100-150mM（若酶活性不受离子强度影响）。
4）将反应缓冲液的pH值降到7.0。
5）二价离子用Mg2+。
四、DNA的连接反应
1.外源DNA片段和质粒载体的连接反应策略
1.1带有非互补突出端的片段
用两种不同的限制性内切酶进行消化可以产生带有非互补的粘性末端,这也是最容易克隆的DNA片段，一般情况下,常用质粒载体均带有多个不同限制酶的识别序列组成的多克隆位点，因而几乎总能找到与外源DNA片段末端匹配的限制酶切位点的载体，从而将外源片段定向地克隆到载体上。
也可在PCR扩增时，在DNA片段两端人为加上不同酶切位点以便与载体相连。
1.2带有相同的粘性末端
用相同的酶或同尾酶处理可得到这样的末端。
由于质粒载体也必须用同一种酶消化，亦得到同样的两个相同粘性末端，因此在连接反应中外源片段和质粒载体DNA均可能发生自身环化或几个分子串连形成寡聚物,而且正反两种连接方向都可能有。
所以，必须仔细调整连接反应中两种DNA的浓度,以便使正确的连接产物的数量达到最高水平。
还可将载体DNA的5'磷酸基团用碱性磷酸酯酶去掉,最大限度地抑制质粒DNA的自身环化。
带5'端磷酸的外源DNA片段可以有效地与去磷酸化的载体相连,产生一个带有两个缺口的开环分子,在转入E.coli受体菌后的扩增过程中缺口可自动修复。
1.3带有平末端
由产生平末端的限制酶或核酸外切酶消化产生，或由DNA聚合酶补平所致。
由于平端的连接效率比粘性末端要低得多，故在其连接反应中，T4DNA连接酶的浓度和外源DNA及载体DNA浓度均要高得多。
通常还需加入低浓度的聚乙二醇（PEG8000）以促进DNA分子凝聚成聚集体的物质以提高转化效率。
1.4特殊情况
外源DNA分子的末端与所用的载体末端无法相互匹配,则可以在线状质粒载体末端或外源DNA片段末端接上合适的接头（linker）或衔接头（adapter）使其匹配,也可以有控制的使用E.coliDNA聚合酶Ⅰ的klenow大片段部分填平3'凹端,使不相匹配的末端转变为互补末端或转为平末端后再进行连接。
在PCR产物尾部加dT或ddT：
TaqDNA聚合酶会在3'端加上多余的非模板依赖碱基,而且对A优先聚合,所以PCR产物末端的多余碱基大部分都是A.。
利用这一特点,可以经限制酶切割产生的平末端用酶加上dT或ddT,使载体与PCR产物末端互补并进行连接.载体末端加dT尾可直接用TaqDNA聚合酶和dTTP或ddTTP,ddTTP因缺少3-OH而不能再形成磷酸二酯键,保证在载体3'端只加上一个ddTTP,而其5'端所含的磷酸基团可与PCR产物的3'端OH连接,连接产物在载体和PCR产物之间的双链上带两个切口,这种重组DNA仍可转化合适的受体菌,并在细菌体内修复.目前一些公司已开发出可直接用于克隆PCR产物的带3'-T的T-Vector。
2.注意事项
2.1DNA连接酶用量与DNA片段的性质有关，连接平齐末端，必须加大酶量，一般使用连接粘性末端酶量的10-100倍。
2.2接带有粘性末端的DNA片段时，DNA浓度一般为2-10mg/ml，在连接平齐末端时，需加入DNA浓度至100-200mg/ml。
2.3连接反应后，反应液在0℃储存数天，-80℃储存2个月，但是在-20℃冰冻保存将会降低转化效率。
2.4粘性末端形成的氢键在低温下更加稳定，所以尽管T4DNA连接酶的最适反应温度为37℃，在连接粘性末端时，反应温度以10-16℃为好，平齐末端则以15-20℃为好。
2.5在连接反应中，如不对载体分子进行去5'磷酸基处理，便用过量的外源DNA片段（2-5倍），这将有助于减少载体的自身环化，增加外源DNA和载体连接的机会。
2.6麦康凯选择性琼脂组成的平板，在含有适当抗生素时，携有载体DNA的转化子为淡红色菌落，而携有带插入片段的重组质粒转化子为白色菌落。
该产品筛选效果同蓝白斑筛选，且价格低廉。
但需及时挑取白色菌落，当培养时间延长，白色菌落会逐渐变成微红色，影响挑选。
2.7在含有X-gal和IPTG的筛选培养基上，携带载体DNA的转化子为蓝色菌落，而携带插入片段的重组质粒转化子为白色菌落，平板如在37℃培养后放于冰箱3-4小时可使显色反应充分，蓝色菌落明显。
五、细菌的培养
一般的细菌都可以用人工的方法进行培养，以研究它们的各种生物学特征或制备菌苗。
培养细菌时，除采用合适的培养基外，还要供给一些必要的培养条件，如温度、气体等。
1.进行活化的话是用斜面好还是放液体培养基摇瓶好呢？
保藏的话用多少浓度的甘油？
1.1斜面和平板活化与液体活化都可以，斜面较好，但液体活化如果时间控制得好，不会造成传代多的现象。
1.2基因工程酵母的保存方法：
与野生菌一样，要用甘油保藏的话，最好是在对数期，一般摇床培养20小时左右，过夜培养后保藏就可以。
可将酵母菌在液体培养基培养3~5天，然后与100%甘油1：
1混合冻存即可.即甘油浓度50%。
2.菌体不生长
2.1先查培养条件。
温度很关键，校正一下温度计是否正常指示；还要其他条件（湿度，摇床转速等）。
2.2查原材料。
尤其是原材料的保存问题，最好在4度冷藏。
2.3查菌种
2.4如果长得慢，加大接种量看一下。
2.5消毒有没有问题
3.为什么会发生菌体自溶？
发生菌体自溶会让发酵参数发生什么变化
自溶和培养条件有关系，比如PH突然变化会引起菌体渗透压的变化导致自溶，还有温度的影响等；一般来说菌体也有自己的生存时限（依培养物变化而变化），也会产生自溶。
3.1控制条件不好，PH和温度不适合溶氧太低使菌体生长异常，产生溶菌酶自溶；
3.2营养条件不好，营养跟不上，碳源不足自溶；
3.3菌体衰老自溶，菌种培养时间过长，造成老化。
改换酵母粉，增加一些生物素及微量元素可以消除自溶的问题；
3.4过早的表达产物往往会对细胞产生毒害作用，使宿主菌的比生长速率下降甚至使细胞死亡、自溶；
3.5感染噬菌体
发生菌体自溶现象：
pH升高，溶氧升高，氨氮回升，镜检时菌体空、碎
4.培养基组分对芽孢杆菌产生芽孢的影响
一般加入Mn离子有助芽孢形成，另外培养基中注意磷酸盐含量不要太高了，高了不利于形成芽孢的。
Mn的浓度大概在5-50ppm之间。
5.质粒小量提取之细菌的培养及收集
将含有质粒菌种接种在LB固体培养基（含50μg/mlAmp）中,37℃培养12-24h。
用无菌牙签挑取单菌落接种到5mlLB液体培养基（含50μg/mlAmp）中,37℃振荡培养约12小时至对数生长后期。
6.质粒的大量提取之细菌的培养及收集
许多年来，一直认为在氯霉素存在下扩增质粒只对生长在基本培养基上的细菌有效，然而在带有pMBl或ColEl复制子的高拷贝数质粒的大肠杆菌菌株中，采用以下步骤可提高产量至每500ml培养物2-5mg质粒DNA，而且重复性也很好。
6.1将30ml含有目的质粒的细菌培养物培养到对数晚期（OD600约0.6）。
培养基中应含有相应抗生素，用单菌落或从单菌落中生长起来的小量液体闭关物进行接种。
6.2将含相应抗生素的500mlLB或Terrific肉汤培养基（预加温至37℃）加入25ml对数晚期的培养物，于37℃剧烈振摇培养2.5h（摇床转速300转/分），所得培养物的OD600值约为0.4。
6.3可做可不做：
加2.5ml氯霉素溶液（34mg/ml溶于乙醇），使终浓度为170μg/ml。
有些质粒只要生长达到，新一代的质粒（如pUC质粒）可复制到很高的拷贝数，因此无需扩增。
但像pBR322一类在宿主菌内只以中等拷贝复制质粒，有必要扩增。
用氯霉素进行处理，具有抑制细菌复制的优点，可减少细菌裂解物的体积和粘稠度，极大地简化质粒纯化的过程。
所以一般说来，尽管要在生长中的细菌培养物里加入氯霉素略显不便，但用氯霉素处理还是利大于弊。
6.4于37℃剧烈振摇（300转/分），继续培养12-16小时。
6.5用SorvallGS3转头（或相当的转头）于4℃以4000rpm离心15min，弃上清，敞开离心管口并倒置离心管使上清全部流尽。
将细菌沉淀重悬于100ml用冰预冷的STE中。
【STE：
0.1mol/LNaCl10mmol/LTris.Cl（pH8.0）1mmol/LEDTA（pH8.0）5%TritonX-100】按照前面所述收集细菌细胞。
7.大肠杆菌的基因工程菌质粒丢失的几率有多大？
丢失后的性状表现是什么？
一般质粒带有抗性，传代过程中不会丢失。
但在发酵过程中，不加抗生素，可能造成质粒丢失，减少目的产物量（发生的比例不高）。
工程菌的抗性可以携带与菌体复制相关的基因（如载体为pAYC32），可以降低质粒丢失比例至。
细菌培养不要超过16个小时，否则细菌会崩溃，引起细菌大量死亡，导致质粒丢失。
有些质粒本身就不能再某些菌种中稳定存在，经过多次转接后有可能造成质粒的丢失。
因此不能频繁转接，每次接种应接种菌落比较好。
8.提高质粒稳定性的策略
8.1质粒的选择：
最好利用小的质粒
8.2选择合适的插入片段或重新构建表达载体：
插入DNA片断的大小，在质粒分离不稳定性中有关系；parDE基因的插入，可提高重组质粒稳定性。
8.3选择适当的宿主细胞：
同一宿主菌株对不同质粒的稳定性不同，而同一质粒在不同宿主菌株中的稳定性也有差别。
8.4添加选择压力
在重组菌培养过程中通常采用增加“选择压力”来提高重组菌的稳定性。
“选择压力”通常包括：
1）在质粒构建时，加入抗生素抗性基因，在生物反应器的培养基中加入抗生素；2）利用营养缺陷型细胞作为宿主细胞，构建营养缺陷型互补质粒，设计营养缺陷型培养基；3）噬菌体抑制及转化子中自杀蛋白的表达。
这种方法对于质粒或宿主细胞本身发生了突变，虽保留了选择性标记、但不能表达目
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