药理学试验课须知.docx

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药理学试验课须知

第一章药理学实验课须知

一、药理学实验课的目的

实验是检验真理的唯一标准。

药理学实验是药理学的基本实践，它推动着药理学发展。

药理学实验课是药理学教学的一个重要组成部分。

它的目的是：

１．验证己学过的理论知识；巩固、加深对理论知识的理解。

２．学习并掌握研究药物作用的基本操作的科研方法和技能。

３．培养理论联系实践的思想方法；培养根据客观实际分析问题和解决问题的能力，以便为今后进行科学研究打下初步的基础。

二、药理学实验课的要求

药理学实验包括实验操作，实验结果的整理和写实验报告等几个环节。

为了提高实验课的效果，达到实验课的教学目的，要求如下：

（1）实验前，应做好预习。

明确本次实验的目的、方法、步骤和原理，结合实验内容，复习有关的理论内容，做到心中有数。

实验小组内要做好分工，使得人人都能做到、看到，保证实验有条不紊地进行。

预测实验中可能发生的误差，并制定防止误差的方法。

（2）实验时，保持实验室内的安静整洁，不要做与实验无关的事情。

实验器材放置整齐、有条不紊。

在教师的指导下，要严格按照操作步骤进行，不要随意更改顺序及操作。

在实验过程中，要严密观察实验出现的现象，真实地记录实验结果，联系理论内容对实验现象进行分析思考。

若出现非预期结果，要分析其原因。

要注意节约药品，爱护器材和实验动物，并注意安全。

（3）实验后，整理及关闭实验仪器，清点并将药品、器材（擦洗干净后）放回原处。

如有损坏或丢失立即向教师报告。

实验用的动物送到指定地点处理。

要整理好实验结果。

药理学实验的结果有记录曲线、照片、数据资料等。

实验结束后，要分别加以整理。

注明实验的题目、实验动物（标明性别、体重、来源）、给药剂量和日期等。

计数资料和计量资料应酌情列表或作图加以比较，使结果一目了然。

三、写好实验报告

写实验报告是培养学生文字表达能力、概括总结和综合分析问题能力的重要训练方法。

每次实验后，都要用统一的实验报告纸写好报告，在指定时间内交给负责教师评阅。

药理学实验报告要求按科研论文的格式书写，即目的、材料和方法、结果讨论及结论。

讨论是对实验结果产生的原理或对实验结果异常的原因加以分析。

不可离开实验结果去抄书。

最后把实验结果加以概括性总结，写成结论。

结论不是单纯重复实验结果，是结果的高度归纳及概括，不应该超过本次实验所验证的范围任意外展、扩大结论。

写实验报告的要求是字迹工整、语文精练、层次清楚、观察细致、记录准确、结论正确、分析有据。

四、遵守实验室守则

1．遵守学校和实验室关于实验室的各项管理规定。

2．上课前必须充分预习，并按实验教师要求完成实验的各项准备，经实验教师检查合格后，方可进行实验。

3．进入实验室应服从教师指导，在指定的位置做实验，不得在室内喧哗、打闹。

不得吸烟、饮食、随地吐痰、乱扔纸屑和其他杂物。

不得将与实验无关的物品带入实验室，未经允许不得将实验室物品带出实验室。

4．爱护仪器设备，遵守操作规程。

实验过程中若仪器设备发生故障或损坏时，及时报告指导老师进行处理。

因违反操作规程或不听从指导而损坏仪器设备的应按学校有关规定处理。

5．实验时要独立操作、注意观察、认真分析、准备记录实验原始数据，按时、按质、按量完成实验。

实验数据应由实验教师检查签字。

6．实验结束后，将实验仪器设备、用具等放回原处。

整理干净实验场地周围环境，及时关闭电、门、窗，经指导教师检查合格后，方可离开实验室。

7．按时、独立、按学校统一规范完成实验报告，不抄袭、臆造实验报告，批阅后的实验报告应妥善保管，每学期末根据实验教师的要求上交全部实验报告存档。

第二章药理学实验动物的基本知识和给药方法

一、实验动物的选择

药理学实验用的动物有蛙、小鼠、大鼠、豚鼠、家兔、猫和犬。

常根据实验目的和要求选用不同的实验动物，所选用的动物应能够较好地反映试验药物的选择性作用并符合节约的原则。

例如测定LD50及ED50则需较多动物，常选用小鼠，因为小鼠种系清楚，繁殖快、比较经济；又如抗过敏实验多选用豚鼠，因为豚鼠对组胺特别敏感。

动物的种属和系别的差异往往造成对药物反应性的不同，因此在选择动物时应当注意不同实验对动物种属及系别方面的要求。

通常在体心血管实验常选用大鼠、猫，犬；离体心脏实验常选用蛙或兔；离体血管实验常选用蛙的下肢血管、大鼠主动脉、兔耳血管及兔主动脉等。

二、常用实验动物的特点如下：

1.蛙和蟾蜍蛙和蟾蜍容易获得，离体器官的实验条件容易达到。

离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉接头或横纹肌的作用。

腹直肌标本可用来研究拟胆碱药物的作用。

2.小鼠小鼠系实验室最常用的—种动物，成熟早，繁殖力强，便于大量繁殖，适于需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量、神经系统药物作用观察、抗感染、抗肿瘤药物研究及避孕药的研究等。

3.大鼠大鼠与小鼠相似。

一些在小鼠身上不便进行的实验可选用大鼠，如药物的抗炎作用实验常选用大鼠踝关节炎模型，此外也可用大鼠直接记录血压或作胆道插管。

还常用大鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。

4.豚鼠豚鼠是实验室常用动物之一。

对组胺敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。

对结核菌也敏感，故也用于抗结核药的治疗性研究。

此外还用于离体心脏、心房及平滑肌实验。

5.免免温顺、易饲养、易得到，常用于观察药物对心脏、血压、呼吸的影响及有机磷农药中毒和解救的实验．亦用于研究药物对中枢神经的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验研究。

6.猫与兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压比较稳定，故常用于血压实验。

此外猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。

7.犬药理实验需大动物时，常用犬。

犬常用于观察药物对冠状动脉血流量的影响、心肌细胞电生理研究、降压药及抗休克药的研究等。

犬还可通过训练使其顺从，用于慢性实验研究，如条件反射实验、胃肠蠕动和分泌实验。

在进行慢性毒性实验也常采用犬。

三．实验动物的编号

犬、兔等较大的动物可用特制的号码牌固定于耳上。

小鼠、大鼠及白色家兔等可用黄色苦味酸涂于毛上标号。

如给小鼠标记1-10号，可将小鼠背部的肩、腰、臀部按左、中、右分为九个区，从右到左标记1-9号，第10号不作标记。

也可以用不同颜色染色液标记。

四．实验动物的捉拿方法

1．蛙和蟾蜍用左手握持动物，以食指和中指夹住双侧前肢。

破坏脑和脊髓时,左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔摆动探针捣毁脑组织。

毁脑后，退回探针向后刺入椎管破坏脊髓。

根据实验要求采取俯卧位或仰卧位固定。

2．小鼠捉拿方法有二种：

一种办法是用右手提起尾部，放在鼠笼盖铁网或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并以小指和掌部夹持其尾根部固定于手上；另一种抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捉住其颈部皮肤。

前一方法简单易学，后一方法稍难，但便于快速捉拿给药。

3．大鼠捉拿时，右手抓住鼠尾，将大鼠放在粗糙面上。

左手戴上防护手套或用厚布盖住鼠身，握住整个身体并固定其头部以防咬伤。

捉拿时不要用力过大，勿捏其颈部，以免引起窒息。

大鼠在惊恐或激怒时易将实验操作者咬伤，在捉拿时应注意。

4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下，环绕颈部，另一只手托住其臀部。

体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。

5．兔捉拿时一手抓其颈背部皮肤，轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。

不要采用抓双耳的方法。

6．猫捉拿时先轻声呼唤安抚，再慢慢用手轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部皮肤并以另一只手抓其腰背部。

操作时注意猫的利爪和牙齿，勿被其抓伤或咬伤，必要时可用固定袋将猫固定。

7．犬为防止犬咬人，在实验前应将犬嘴绑住。

可用一特制的嘴套将犬嘴套住并将嘴套上的绳带拉至耳后颈部打结固定。

犬嘴亦可用绳带固定，操作时将绳带绕过犬嘴的下部打结并绕到颈后部再次打结固定，以防绳带滑脱。

在急性实验时，通常将麻醉犬仰位置于手术台上，四肢绑上绳带，将绳带拉紧固定在手术台边缘固定器上。

取下嘴套或绳带将一金属棒经两嘴角穿过口腔压于舌上，将舌拉出口腔以防窒息，再用绳带绕过金属棒绑缚犬嘴并固定于手术台的立柱上。

五．常用实验动物性别鉴别方法

1．兔将兔仰卧位放置，从尾部向前观察，肛门位于尾根部的前方。

肛门前有泄殖孔。

在成年雄兔的泄殖孔附近可见有阴囊。

雌兔肛门前方有两个相距极近的孔，分别为尿口和阴道口。

此外，雌兔的腹部还可见五对明显可见的乳头。

2．小鼠和大鼠二者性别鉴定方法相同。

雄性者可见阴囊，性器官与肛门距离较远，二者间有毛。

雌性者性器官与肛门距离近，腹部可见乳头。

六、实验动物的给药方法

1．蛙或蟾蜍蛙及蟾蜍皮下有数个淋巴囊，注入药物容易吸收。

一般常以腹淋巴囊作为绐药途径。

给药方法：

一手抓住蛙，固定四肢，将其腹部朝上，另一手取注射器，将注射器针头先经蛙大腿上端刺入，经大腿肌层，再入腹壁皮下刺入腹淋巴囊内，然后注入药液。

因为针刺通过肌层，因此拔除针头时刺口易于闭塞，可防止拔出针头时药液外漏。

注射量0.25～1.0ml／只。

2．小鼠

2.1灌胃法

左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上。

右手持连有小鼠灌胃管的注射器，小心经口角将灌胃管插入口腔，用灌胃管向后上方压迫小鼠头部，使口腔与食道成一直线，再将灌胃管沿上腭壁轻轻推进食道，针插入时应无阻力。

一般在此位置推注药液即可。

如此时动物呼吸无异常．可将药液注入。

如遇阻力应抽出胃管重新插入，以免损伤或误入气管。

若误插入气管注药可引起动物立即死亡。

推注药液后轻轻拉出灌胃管。

一次灌注量为0.1～0.25ml/10g体重。

操作时切忌粗暴，以防损伤食道及隔肌。

2.2皮下注射法

注射部位可选背部或腋部皮下。

左手抓鼠，右手将装有药液的注射器针头刺入背部或腋部皮下。

稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖的位置确在皮下。

此时注入药液。

拔针时，轻捏针刺部位片刻，以防药液漏出．大批动物注射时，可将小鼠放在鼠笼盖或粗糙平面上，左手拉住尾部，小鼠自然向前爬动，此时右手持针迅速刺入背部皮下，注射药液。

2.3肌内注射法

小鼠固定同上。

将注射器的针头刺入小鼠后肢大腿外侧肌肉,再注入药液。

注射量一般为0.2ml／次／只。

2.4腹腔注射法

左手固定动物，使小鼠腹部朝上。

右手持注射器,在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进2～3mm，然后使针头与皮肤呈45º角方向穿过腹肌刺入腹腔。

针头不宜进入太深或距上腹部太近以免损伤内脏。

此时可轻轻推注药液。

一次注射量为0.1ml～0.25ml／1Og体重。

2.5尾静脉注射法

将小鼠装入固定器内或玻璃钟罩内,使其尾部外露。

尾部用40～45℃温水浸泡半分钟或用75％酒精棉球擦试，使其血管扩张和表皮角质软化。

以拇指和中指捏住尾尖部的两侧，食指压迫鼠根以阻断其静脉回流，使尾静脉充盈明显。

用4号或5号针头选其一侧尾静脉穿刺．如针头确在血管内，则推注药液无阻力。

否则皮肤隆起发白，阻力增大，此时可退回针头重新穿刺。

注射完毕后，把尾巴折曲或按压片刻止血。

需反复静脉注射时，宜从尾端开始，逐渐向尾根部移动。

一次注射量为0.05～0.1ml/l0g体重。

3．大鼠

3.1灌胃法

左手戴防护手套，抓住颈背部皮肤固定动物．灌胃法与小鼠相似。

采用的灌胃管（安装在注射器上的金属灌胃管）长6～8cm，尖端较钝。

插管时，为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如无空气被抽回即可推注药液。

一次药量为l～2ml／lOOg体重。

3.2腹腔注射法同小鼠。

3.3皮下注射法

注射部位为背部或大腿外侧皮下。

操作时，轻轻拉起注射部位皮肤，将注射针刺入注射部位皮下。

每次注射量为lml／lOOg体重。

3.4静脉注射法

麻醉大鼠可从舌下静脉给药。

清醒大鼠可从尾静脉给药。

尾静脉注射时，用40℃～50℃温水浸泡尾部，使尾静脉扩张充盈，才易于注射。

4．豚鼠

4.1灌胃法

助手抓住豚鼠的头颈部和四肢。

术者右手持灌胃管沿豚鼠上腭壁滑行，轻轻插入食道，向前推进插入胃内．插灌胃管时，亦可用开门器．将导尿管穿过开口器的小孔插入胃内．插管完毕，回抽注射器针栓，无空气抽回时，慢慢推注药液。

若注射器内有空气抽回，说明插入气管，则须拔出重插。

注液完毕后，再注入生理盐水少许，冲洗管内残存药液。

4.2皮下注射法

注射可选用大腿内侧、背部、肩部等部位。

较多在大腿内侧注射。

操作时，由助手把豚鼠固定在台上，术者将注射侧的后肢握住，将注射器针头斜刺人皮下。

确定针头在皮下后，注射药液。

4.3腹腔注射法

方法同小鼠

4.4静脉注射法

注射部位可选用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉、耳缘静脉。

偶尔应用心脏穿刺给药。

一般前肢皮下头静脉较易穿刺成功。

也可从耳缘静脉注入，方法同兔耳，但有时较难成功。

必要时可在胫前部将皮肤切开一小口，暴露胫前静脉，然后直接穿刺血管。

注射量不超过2ml。

5兔

5.1灌胃法

如用兔固定箱，一人可操作。

右手将开口器固定于兔口中，左手插入导尿管。

如无固定箱，需两人合作进行。

助手左手固定兔身及头部，右手将开口器横放于兔口中，将兔舌压在开口器下面。

双手固定开口器。

术者将导尿管开口器中央小孔慢慢沿上腭避插入食道约15cm。

为避免误入气管，可将胃管的外口端放入水中，如有气泡从胃管口逸出，说明已插入气管，应拔出重新插入。

若无气泡逸出，则用注射器将药液灌入，并注入少量空气，将导尿管中残存的药液全部注入胃中。

灌胃完毕后，先拔出导尿管，再拿出开口器。

5.2腹腔注射法

参照小鼠腹腔注射法

5.3静脉注射法

兔静脉注射法一般选用耳缘静脉。

如两人合作，一人固定兔身。

如一人操作则用途固定箱。

兔耳外缘的血管为静脉，中央的血管为动脉。

先剪去注射部位的兔毛，用手指弹耳缘静脉部皮肤是血管扩张。

以左手食指和中指夹住静脉的近端，右手持带有针头的注射器，尽量从血管远端刺入血管。

注射时针头刺入血管，针头刺入血管后再稍向前推进，以手指固定针头，放开食指和中指，轻轻推动针栓，若无阻力和局部皮肤发白隆起现象，即可注药。

若推药有阻力或发现皮肤发白隆起，表示针头在血管外，这时应将针头稍退回，再重新穿刺血管。

注射完毕后，用棉球压住针眼，将针抽出。

注射量0.5～2.5ml/kg。

6犬

6.1灌胃法

将木制开口器横放在犬上下门齿间固定，经开口器之小孔插入导尿管向前插入食道。

将导尿管另端置于水中，如无气泡逸出即可将药液注入。

再注入少量空气将导尿管中残存的药液全部注入胃中。

6.2静脉注射法

对未经麻醉的犬，常选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。

操作时，先将注射部位毛剪去。

在静脉血管的近心端，用橡皮带绑扎肢体，使血管充盈。

注射器针头向静脉血管的近心端方向刺入。

回抽注射器针栓，如有回血，则证明针尖在血管内，松开橡皮绑带，即可将药液注射。

七、实验动物用药量的确定及计算方法

1．实验动物用药量的确定

在观察一种药物的作用时，一个重要问题是如何确定给动物的剂量。

剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。

通常可以按下述方法确定剂量：

（1）先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后选用致死量的若干分之一为初试剂量，一般可取1／10～1／5。

（2）根据参考文献提供的相同药品的剂量确定应用剂量。

化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的剂量。

植物药粗制剂的剂量多按生药折算。

（3）根据动物或人的应用剂量进行动物之间或动物与人之间的剂量换算来确定初试量。

（4）确定剂量后，可通过预实验观察药物的作用，根据实验的情况进行剂量的调整，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可加大剂量再次实验。

如出现中毒现象，作用也明显，则降低剂量再次实验。

在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。

2．实验动物用药量的计算方法

动物实验所用的药物剂量，一般按mg／kg体重或g／kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每千克体重应注射的药液量（mL），以便给药。

[例]：

计算给体重22g的小鼠，腹腔注射0.1％盐酸吗啡，按每千克体重10mg的剂量注射，应注射多少ml?

计算方法：

小鼠每千克体重需注射10mg，注射液浓度为0.1％，则盐酸吗啡溶液的注射量应为10ml／kg体重，现在小鼠体重为22g，应注射0.1％盐酸吗啡溶液的量为22/1000x10=0.22ml。

在动物实验中有时需要根据药物的剂量及药物的某种给药途径的容积计算配制溶液的浓度。

[例]：

给家兔静注苯巴比妥钠80mg/kg，注射量为1ml/kg，应配制苯巴比妥钠的浓度是多少？

计算方法：

80mg/kg药物相当于体积1ml/kg，因此1ml药液中应含有苯巴比妥钠80mg，换算成百分比浓度1：

80=100：

X，X=8000mg=8个，即100ml中含有8克，应配成8%的苯巴比妥钠。

3．人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法

在动物实验中，人与动物及动物之间对同一药物的耐受性是相差很大的。

常需要进行换算。

换算的方法通常按体重或体表面积进行。

3．1按体重换算

已知A种动物每千克体重用药剂量，欲计算B种动物每千克体重用药剂量时，可先查附表，找出折算系数，再按下面公式计算。

B种动物剂量（mg/kg）=折算系数xA种动物剂量（mg/kg）

[例]已知某药对小鼠的最大耐受量为10mg/kg，，推算2.5kg家兔的用药量。

查表A种动物为小鼠，B种动物为兔，交叉点值为0.37，家兔用药量为0.37x10mg/kg=3.7mg/kg，2.5kg家兔的用药量为2.5x3.7mg/kg=9.25mg

3.2按体表面积换算

研究资料证明药物在不同种属动物体内的血浓度和作用与体表面积成平行关系，因此认为按按体表面积换算剂量比体重折算更为精确。

3.2.1由动物用量推算人的用量

已知某药给家兔注射的最大耐受量为2mg/kg，推算人的最大耐受量是多少？

查表1-2得知一个50kg的人的体表面积相当于1.5kg家兔的12.2倍。

1.5kg家兔的最大耐受量是1.5x2mg/kg=3mg/kg，那么，人的最大耐受量为3x12.2=36.6mg。

3.2.2由人用量推算动物的用量

已知某种药每次口服20克有效，想用狗观察其作用，应用多少量？

查附表得知，一个12kg狗的体表面积相当于50kg的0.37倍。

那么狗的用量为20x0.37=7.4克。

八、几种常用实验动物的麻醉方法

在急、慢性动物实验中，手术前均应将动物麻醉，以减轻或消除动物的痛苦，保持安静。

实验动物麻醉方法主要有如下几种。

1．吸入麻醉

药理实验中常用的吸入麻醉剂是乙醚。

乙醚为无色易挥发的液体，有特殊的刺激性气味，易燃易爆，应用时应远离火源。

乙醚可用于多种动物的麻醉，其优点是麻醉时对动物的呼吸、血压无明显影响，麻醉速度快，维持时间短，更适合于时间短的手术和实验。

缺点是先有一个兴奋期，动物挣扎，呼吸快而不规则，甚至出现呼吸暂停，且对呼吸道有强烈刺激性，致使呼吸道分泌增加。

麻醉小白鼠、大白鼠可将动物置于适当大小的玻璃罩中，再将浸有乙醚的棉球或纱布放人罩内，并密切注意动物反应，特别是呼吸变化，直到动物麻醉。

2．注射麻醉

机能实验中常用的注射麻醉剂有如下几种：

（1）氨基甲酸乙酯（又称乌拉坦）：

该药易溶于水，在水溶液中稳定，一般配制成20％一25％的水溶液，常用于大鼠、豚鼠、兔、猫、狗的麻醉，可静脉和腹腔注射。

一次给药后麻醉持续时间约4—6小时或更长，麻醉过程平稳，麻醉时对动物呼吸、循环无明显影响。

但动物苏醒很慢，仅适用于急性动物实验。

（2）戊巴比妥钠：

该药易溶于水，水溶液较稳定。

根据实验动物不同，常用3％水溶液，可静脉和腹腔注射，一次给药后麻醉维持时间2～4小时。

因对动物麻醉作用稳定，作用持续时间适中，故一般动物麻醉均可用。

（3）硫喷妥钠:

为黄色粉末，水溶液不稳定，需临时配制成2％～4％的水溶液静脉注射。

麻醉时间短为其特点，一次注射后麻醉维持时间仅0.5—1小时，实验中常需补充给药。

（4）氯醛糖:

该药溶解度小，常配制成1％的水溶液,可静脉或腹腔注射。

氯醛糖对血压和反射影响小，故较适合于心血管药物实验。

几种常用注射麻醉剂的参考剂量见表1—3。

3．局部麻醉

局部麻醉通常用1-2％普鲁卡因溶液在手术部位做皮内注射和皮下组织浸润注射。

局部麻醉主要用于实验要求全身浅麻醉或清醒动物时减轻动物疼痛。

九、实验动物的取血方法

1．小鼠和大鼠

（1）尾尖取血：

这种方法适用于采取小量血样。

取血前宜先使鼠尾血管充血，然后剪去鼠尾，血立即从尾尖流出。

（2）球后静脉丛取血：

左手指按鼠眼睛后使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛就瘀血。

右手取一特制的玻璃吸管或连有注射器的粗钝针头，做血象检查时可用血细胞吸管，沿着内眦眼眶后壁刺入，轻轻转动再缩回，血液自然进入管内。

在得到所需要的血量后，抽出吸管或注射针头。

（3）心脏取血：

左手抓住鼠背及颈部皮肤，右手持注射踞，在心尖搏动最明显处刺人心室抽出血液。

也可从上腹部刺入，穿过横膈膜及心室取血。

动作宜轻巧，否则取血后动物可能死亡。

（4）断头取血：

如在实验结束时取血，可剪去鼠头或剪断一侧颈总动脉．收集自颈部流出的血液。

2．兔和豚鼠

（1）兔耳缘静脉取血：

局部去毛，用电灯照射加热或用酒精棉球涂擦，使静脉扩张。

用粗针头将静脉刺破或刀切口后让血自然滴入已放抗凝剂的试管中。

（2）心脏取血；将动物仰卧，在心尖搏动最明显处将针与胸壁垂直刺入胸腔，当持针手感到心脏搏动时，再稍进针即人心脏。

然后抽出血液。

取血时，针头宜直人直出，勿在胸腔内左右探索。

3．狗

（1）前肢皮下头静脉取血；剪毛后，助手压迫血管上端或用橡皮带扎其上端，以左手二指固定静脉即可用注射器针头刺入取血。

（2）后肢小隐静脉取血：

取血方法同前肢皮下头静脉。

十、实验动物的处死方法

实验结束后，常须将动物处死，常用的方法如下：

1．颈椎脱臼法

本法适用于小鼠和大鼠，用镊子或手指压住小鼠的后头部，捏住鼠尾，用力向上牵拉，使之颈椎脱臼死亡。

2．空气栓塞法

用注射器将空气急速注入静脉，可使动物发生栓塞而死亡。

兔与猫可注入空气20～30ml，犬可注入空气70～150ml。

3．化学药物致死法

皮下注射士的宁致死：

小鼠为0.75～2.0mg/kg,大鼠为3.0～3.5mg/kg豚鼠为3.0～4.5mg/kg。

静脉注射氯化钾致心跳停止而死亡，每只兔静脉注射10%氯化钾溶液5～10ml，每只犬静注20～30ml。

4．大量放血法

处死犬时常用此方法。

操作时在股三角区横切约lOcm长切口，切断股动脉和股静脉，立即血液喷出．此时可同时用自来水冲洗，保持切口处通畅。

动物可在3～5分钟内死亡。

5．其他方法

蛙类可断头处死，也可用探针经枕骨大孔破坏脑和脊髓处死动物。

鼠和兔可用木锤用力击打头部致死。

第三章实验项目

实验一药代动力学参数测定

水杨酸钠血浆半衰期的测定

【实验目的】

掌握用分光光度法测定水杨酸钠（sodiumsalicylate）的血药浓度，并学会用公式计算半衰期（half-life,t1/2）。

【实验原理】

水杨酸钠在酸性环境中成为水杨酸（salicylicacid），与三氯化铁生成—种紫色络合物（comolescompound）。

将该络合物在520nm波长下进行比色，其光密度与水杨酸浓度成正比。

【实验对象】

家兔，体重2.0～3.0kg。

【实验器材和药品】

722分光光度计、离心机、50ml烧杯、离心管、加样器（1000μl）、试管、试管架、记号笔、兔手术台、手术器械一套、动脉插管、注射器（2m1、5ml、lOml）、BL-420生