实验动物的给药方法.docx

实验动物的给药方法.docx

《实验动物的给药方法.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《实验动物的给药方法.docx（10页珍藏版）》请在冰点文库上搜索。

实验动物的给药方法

在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。

给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

（一）注射给药法

1.皮下注射

注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。

①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；

②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；

③兔在背部或耳根部注射；

④蛙可在脊背部淋巴囊注射；

⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。

2.皮内注射

此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。

如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。

方法是：

将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。

注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

3.肌肉注射

当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。

肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。

给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。

4.腹腔注射

先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约

0.5厘米，再使针头与皮肤呈45度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。

此法大小鼠用的较多。

5.静脉注射

是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。

但排泄较快，作用时间较短。

①小鼠、大鼠的静脉注射：

常采用尾静脉注射。

鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。

操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。

开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。

如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。

注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射，尽量从尾的末端开始。

一次的注射量为每10g体重

0.1～

0.2ml。

②豚鼠的静脉注射：

一般采用前肢皮下头静脉。

鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。

③兔的静脉注射：

一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。

注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。

④狗的静脉注射：

狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。

注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入。

6.淋巴囊注射

蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。

腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。

一般多选用腹部淋巴囊给药。

注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。

（二）经口给药法

1.口服法：

口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。

一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。

此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。

大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。

2.灌胃法：

在急性实验中，多采用灌胃法。

此法剂量准确。

灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。

小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约

1.2mm。

灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。

焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。

针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。

①鼠类的灌胃法：

用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。

一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6cm。

常用灌胃量小鼠为

0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。

②狗、兔的灌胃法：

先将动物固定，再将开口器的小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插。

插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入。

灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器。

一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml，狗为200～250ml。

（三）其它途径给药方法

1.呼吸道给药：

呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。

如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。

2.皮肤给药：

为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。

如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。

3.脊髓腔内给药：

此法主要用于锥管xx或抽取脑脊液。

4.脑内给药：

此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。

5.直肠内给药：

此种方法常用于动物麻醉。

兔直肠内给药时，常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。

6.关节腔内给药：

此法常用于关节炎的动物模型复制。

大鼠给药方法

一、大鼠灌胃

大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。

灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。

大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约

1.2mm。

大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。

大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg。

但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：

200g大鼠对应70kg人的折算系数为

0.018。

二、大鼠腹腔注射

腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。

常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合

5.5～7号针头。

2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。

这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。

进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。

3.尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。

4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。

三、大鼠尾静脉注射

这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。

但是可以肯定的说，只要掌握了方法，大鼠的尾静脉注射还是很容易的。

总的来说，大小鼠的尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠的尾巴较粗，而且血管也较粗，进针的手感比较好找。

但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片的间隙，以利于针尖顺利刺入。

操作步骤：

1.首先要固定大鼠，最简单的固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了。

但是我们往往需要多次给药，就是单次给药的话，每只都麻醉的话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响，因此，有必要找另外的方法固定了。

再有的固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。

圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴）。

另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。

网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面。

圆筒的长度约15～20cm，直径约5～8cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的大鼠。

操作的时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网的一面稍微向上，拔下另外一头的盖子，抓住大鼠的尾巴，悬空大鼠，让大鼠的头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了。

也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定的方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用，不推荐使用。

2.固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器，去除针头，接上

5.5号的头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头。

3.注射前首先要让大鼠的血管充盈。

可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法，（一般水浴温度45度左右），大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风的热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便，但要控制好吹的方式，不要弄伤动物。

若大鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。

温水浸泡2～3分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭。

等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。

若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。

4.大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。

一般要求进针部位靠近大鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。

但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好。

5.最关键的就是进针了。

进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴，让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。

针头和血管呈约30°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显的回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注的过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起。

推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射。

（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，9成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺的难度，若是带有颜色的液体，如伊文斯兰，就更要注意）

6.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥的棉球压一下进针点，防止液体回漏。

四、大鼠舌静脉注射

大鼠的舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作。

不麻醉的情况下也不是不可以，但是若不麻醉的话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤。

一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血的实验中，垂体后叶素的静脉注射采用舌静脉注射。

1.舌静脉注射一般采用1ml注射器，配4号针头。

2.大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好。

右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚的静脉，一般右侧的比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷的太紧，这样静脉会看的不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜。

3.右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈15°角，挑刺入血管。

（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败。

这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了。

4.舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血。

5.正常的舌静脉注射不影响大鼠的进食。

五、大鼠经皮肤给药

首先需要脱毛可以配制8%的硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：

硫化钠：

肥皂粉：

淀粉为3：

1：

7，加水混合成糊状软膏。

用棉签将脱毛剂涂在要脱毛的部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净的水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤。

六、大鼠鞘内给药

鞘内给药有两种方式：

一是急性给药，二是长期慢性给药。

慢性给药，具体的说应该是在暴露出寰枕膜后将PE10管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将PE10管插入

7.5cm达腰膨大水平，固定并缝合即可。

注射反意寡核苷酸，所以直接在L4～5椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记的PE-10导管，根据动物大小和所需埋置的脊髓节段，决定好插入深度，一般270～320g的大白鼠腰骶部约

7.5cm，胸段约5～

5.5cm。

给药：

将4号注射针头锯断，并磨尖，插在PE-10导管上，导管另一端接在另一接又注射器的4号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好的PE-10导管相接即可。

七、大鼠阴道给药

大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠的生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些。

小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用的是用小儿科的头皮针改做的软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道的一部分体积，导致主入的菌液易漏，后来尝试用50ul的加样器每次取20ul，采取多次注射的办法。

做此类实验主要是注意感染的药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射的办法。

八、大鼠鼻腔给药

1.有滴鼻和喷雾两种常见方式

喷雾其实就是雾化吸入。

滴鼻给药没有办法达到雾化吸入的效果。

雾化吸入需要有雾化设备，一般医院的都有，但是医院的如果借不出来，自己家里的加湿器也可以凑合。

雾化给药的时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭的的容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门的这种容器，一般都是自制的，材料最好是有机玻璃。

如果需要一只给药的话，那么大鼠固定器也可以着用。

雾化的时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时。

从药物进入体内分布的部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾/雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大的不同。

2.鼻内接种

动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内。

接种量不宜过多：

大鼠为

0.05～

0.1ml（小鼠为

0.03～

0.05ml；豚鼠与兔可为2ml）。