《药理学》实验.docx

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《药理学》实验

《药理学》实验讲义

实验一药理学实验的基本知识和基本技术

一、目的

1.掌握基本操作，锻炼动手、动脑能力；

2.更好地掌握药理学基本理论知识；

3.培养科学思维

二、基本要求

1.实验前：

预习实验内容并复习相关理论知识；

2.实验时

⑴实验器材要妥善保管；

⑵实验操作按步骤进行，仔细观察实验中出现的现象，实事求是地做好记录；

⑶注意节约实验药品；

⑷维持良好的课堂纪律。

3.实验后

⑴各组同学将实验动物处死，实验台擦干净，将实验方盘送回准备室；

⑵值日生搞好实验室卫生，将死亡动物送至指定场所；

⑶书写实验报告。

三、实验报告的书写

1.题目

2.目的

3.原理

4.材料：

实验动物，器材，药品

5.方法：

用自己的语言简单扼要描述出来；

6.结果：

要求真实、清楚；

7.讨论：

将实验结果进行比较、分析；实验中有哪些不足之处；结果异常或失败的原因；

8.结论：

将实验结果进行归纳总结，应带有提示性质。

四、药理学实验实验设计原则

1.随机原则

按照机遇均等的原则进行分组。

其目的是使一切干扰因素造成的实验误差减少，而不受实验者主观因素或其他偏性误差的影响。

2.对照原则

空白对照（指在不加任何处理的条件下进行观察对照）；阴性对照也称假处理对照（给予生理盐水或不含药物的溶媒）；阳性对照也称标准对照（指以已知经典药物在标准条件下与实验药进行对照）。

3.重复原则

能在类似的条件下，把实验结果重复出来，才能算是可靠的实验，重复实验除增加可靠性外，也可以了解实验变异情况。

五、实验动物

1.动物的选择

（1）小白鼠：

适用于需大量动物的实验，如某些药物的筛选，半数致死量的测定。

也较适用于避孕药实验、抗炎镇痛药实验、中枢神经系统药实验、抗肿瘤药及抗衰老药实验等。

（2）大白鼠：

比较适用于抗炎药物实验，血压测定、利胆、利尿药实验，也可用于进行亚急性和慢性毒性实验。

（3）豚鼠：

因其对组胺敏感，并易于致敏，故常被选用于抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验。

也常用于离体心脏、心房、肠管实验。

又因它对结核敏感，常用于抗结核病药的实验。

（4）家兔：

常用于观察研究脑电生理作用，药物对小肠的作用。

由于家兔体温变化敏感，也常用于体温实验，用于热原检查。

（5）狗：

狗是记录血压，呼吸最常用的大动物。

还可利用狗做成胃瘘、肠瘘，以观察药物对胃肠蠕动和分泌的影响。

在进行慢性毒性实验时，也常采用狗。

2.实验动物的编号

狗、兔等较大的动物可用特制的铝质号码牌固定在颈部或耳上。

大鼠、小鼠如为白色可用黄色苦味酸在不同的体表标志上标记。

3.动物固定及给药

（1）小鼠捉拿

小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。

通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。

在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定，如尾静脉注射架或专用小鼠固定筒。

如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作，如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。

（2）小鼠灌胃

用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线,将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力,此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。

一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6cm。

常用灌胃量小鼠为0.2～1ml,大鼠1～4ml,豚鼠1～5ml。

（3）小鼠腹腔注射

先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。

此法大小鼠用的较多。

（4）皮下注射

注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。

一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸

（5）家兔捉拿

右手握住兔颈背部皮肤轻轻提起，再以左手托起其臂部，使兔呈坐位姿势。

（6）家兔耳缘静脉注射

采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。

注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。

实验二影响药物效应的因素（给药途径）

[目的]观察药物从不同途径引入机体可能产生不同的作用；观察不同给药途径对药物作用速度、强度的影响。

[原理]

①肌肉注射或静脉注射对中枢神经系统抑制、解痉。

镁离子抑制运动神经末梢对乙酰胆碱的释放，阻断神经和肌肉传导，使骨骼肌松弛，故能有效地预防和控制抽搐（子痫），但是注射过量镁离子会镁因会与钙发生拮抗作用导致乙酰胆碱与钙离子的偶联作用减弱，使心肌细胞兴奋性减弱，从而脑供血不足，而死亡；

②口服难以吸收，使肠腔内渗透压升高，大量水分使肠道扩张，使肠壁感受器受到刺激，导致腹泻；

[器械]1ml注射器2支，小白鼠胃管一支,。

[药物]饱和硫酸镁溶液（饱和度为1000ml,水中溶解440g硫酸镁）。

[动物]小白鼠2只。

[方法]

取体重大小相似的小白鼠两只,称好体重，按下面两种途径给药，观察并记录。

①按每10g体重0.2ml作肌肉注射饱和硫酸镁,

②用同样剂量灌胃。

[结果]记录:

将实验结果填入下表。

表1:

硫酸镁作用结果

鼠号

药物

剂量

给药途径

反应

1

饱和硫酸镁

0.2ml/10g体重

肌注

2

灌胃

[思考题]

同一种药物以不同途径给药时为什么会影响药物效应？

实验三药物的镇痛作用

一、目的：

了解热板法的实验原理，观察阿司匹林的镇痛作用。

二、原理：

小鼠的足底无毛，皮肤裸露，在温度55±0.5℃的金属板上产生疼痛反应，表现

为舔后足，踢后腿等现象。

镇痛药可提高痛阈，推迟小鼠疼痛出现时间。

三、材料：

雌性小鼠2只、热板仪、0.4%乙酰水杨酸溶液、生理盐水、

四、方法：

1.准备工作

调定热板仪温度使之恒定于55±0.5ºC。

2.小鼠的选择及正常痛阈的测定

取小鼠数只，依次热板仪上，按“开始”键记录时间。

自放入热板仪至出现舔后足所需的时间（秒）作为该鼠的痛阈值。

凡在30秒内不舔足或逃避者弃置不用。

取筛选合格的小鼠3只，各鼠编号后重复测其正常痛阈值一次，将所测两次正常痛阈平均值作为该鼠给药前痛阈值。

3.给药及给药后痛阈值测定

各组的动物注射下列药品0.1ml/kg，并记录给药时间。

一只用0.4%乙酰水杨酸溶液（400mg/kg）；另一只，用生理盐水。

给药后10min、30min后各测小鼠痛阈值1次。

60秒仍无反应，应将小鼠取出，痛阈值以60秒计。

4.实验完毕后，收集全实验室数据按下列公式计算不同时间的各鼠痛阈提高百分率：

痛阈提高百分率（％）=

给药后平均痛阈值–给药前平均痛阈值

×100％

给药前平均痛阈值

5.以时间（min）为横坐标，痛阈提高百分率为纵坐标，绘制各组的时-效曲线。

【注意事项】

⒈本实验应选用雌性小鼠，雄性小鼠遇热时阴囊松弛下垂，与热板接触影响实验结果。

⒉室温应控制在13±18℃，此温度小鼠对痛反应较稳定。

⒊正常痛阈≥30s、≤10s以及喜跳跃的小鼠均应弃用。

⒋测痛阈时若60s仍无反应，应立即取出小鼠，以免烫伤足趾，且痛阈按60s计。

实验四药物对小鼠自发活动的影响

一、目的：

观察药物对小鼠自发活动的影响，以分析药物作用表现为兴奋作用还是抑制作用。

二、原理：

自发活动是正常动物的生理特征。

自发活动的多少往往能反映中枢兴奋或抑制作用状态。

镇静催眠药均可明显减少小鼠的自发活动。

小鼠自发活动减少的程度与镇静催眠药作用强度成正比。

三、材料：

小鼠2只

小鼠自主活动记录仪、注射器（1ml×2）、天平、4％水合氯醛溶液。

四、方法：

取小鼠2只，称体重，分别进行腹腔注射，

对照组一只注射生理盐水，另一只注射4％水合氯醛溶液10ml/kg。

给药30min后将各组小鼠分别放人自主活动箱中，每隔5min记录1次各组小鼠活动数。

连续观察到20min比较给药组与对照组小鼠活动数，用公式计算各给药组小鼠20min累计自发活动抑制率：

对照组小鼠自发活动数－给药组小鼠自发活动数

自发活动抑制率＝×100％

对照组小鼠自发活动数

【注意事项】

⒈小鼠应尽量选取活泼者，同性。

⒉实验前禁食禁水24h。

⒊实验最好在20℃以上室温下进行，室温过低常影响小白鼠活动。

⒋实验最好在上午做，以为小鼠的活动通常在中午及下午减少。

实验五药物半数致死量（LD50）的测定

一、实验目的和原理

掌握药物半数致死量（LD50）的测定方法；掌握简化机率单位法的计算方法；了解急性毒性实验的相关内容及新药安全性评价的内容。

药物的急性毒性常以LD50来表示，即能够引起试验动物—半死亡的剂量。

在实验设计合理并严格掌握实验技术的条件下，药物致死量的对数大多在半数致死量的上下形成常态分布。

通过计算可求出LD50。

本实验了解药物（以水合氯醛为例）引起一半动物死亡的药物剂量（medianlethaldose,LD50）的测定方法和计算过程。

二、实验方法

（一）探索剂量范围

取小鼠9～12只，以3只为一组，分成3~4组，包括组距较大的一系列剂量，按组分别灌胃水合氯醛溶液，观察出现的症状并记录死亡数，找出引起0及100％死亡率剂量的所在范围，此即上下限剂量Dm及Dn）。

（二）确定组数并计算各组剂量

1.确定组数（G）：

可根据适宜的组距确定组数，一般用5～8个剂量组，按等比级数增减。

2.计算各组剂量：

在找出Dm、Dn和确定组数后，可按下列公式求出公比r（r=lg-1[（lgDm-lgDn）/（G-l）]，再按公比计算各组剂量D1~Dm，其中D1=Dn=最小剂量。

3.配制等比稀释药液系列，使每只小鼠给药容量相等，一般为0.l～0.25ml／10g体重。

（三）进行正式实验

在预实验所获得的0%和100％致死量范围内，选用几个剂量，尽可能使半数组的死亡率都在50％以上，另半数组的死亡率都在50％以下。

各组动物的只数应相等或相差无几，每组10只左右，动物的体重和性别要均匀分配。

完成动物分组和剂量计算后，按组腹腔注射给药。

最好先从中剂量组开始，以便能从最初几组动物接受药物后的反应来判断两端的剂量是否合适，否则可随时进行调整。

（四）统计实验结果

给药后经一定时间，清点各组的死亡小鼠数。

用改良寇氏法计算药物的LD50。

公式为LD50=lg-1[lgDm–lgr（∑P–0.5）]

四、实验结果

要点：

实验日期、检品的批号、规格、厂名、理化性状、溶液的浓度、实验时室温、小鼠的性别、体重、给药途径、剂量（药物的绝对量与溶液的容时量）、给药时间、中毒症状、死亡时间、死亡率和LD50的计算过程。

结果记录如下表。

【注意】

1、预试验要摸准药物引起0和100%死亡率剂量的所在范围。

2、正式试验时各剂量按等比级数分组，应避免最大剂量组的死亡小于80%，最小剂量组死亡率大于20%，否则改用其他方法计算。

3、室温：

20℃为宜。

4、认真观察中毒症状情况。

附：

改良寇氏法

注附：

根据资料5个参考剂量为

618.75mg/kg

825mg/kg

1100mg/kg

1375mg/kg

1718.75mg/kg

新药筛选的动物模型的建立

一、目的：

学习实验动物模型的概念。

学会建立几种常见病的动物模型。

二、实验原理

动物模型的概念

科学研究是探索未知，实验研究的结果往往会出乎意外，不受人为的控制，所以关乎人类本身的研究，在人体上进行试验，风险很大；对一些数量很少的珍稀动物，或一些因体型庞大，不易实施操作的种类，往往用取材容易，操作简便的另一种动物来进行实验研究，代替人类或原来的目标动物，这就是动物实验。

为了保证这些动物实验更科学、准确和重复性好，用各种方法把一些需要研究的生理或病理活动相对稳定地显现在标准化的实验动物身上，供实验研究之用。

这就称之为动物实验中的动物模型

动物模型在生物医学中的意义。

1.可复制 临床上一些疾病不常见,如放射病、毒气中毒、烈性传染病、外伤、肿瘤等。

还有一些如遗传性、免疫性、代谢性和内分泌、血液等疾病，发生发展缓慢、潜伏期长，病程也长，可能几年或几十年,在人体很难进行3世代以上的连续观察。

人们可有意选用动物种群中发病率高的动物，通过不同手段复制出各种模型，在人为设计的实验条件下反复观察和研究，甚至可进行几十世代的观察，同时也避免了人体实验造成的伤害。

2.可按需要取样 动物模型作为人类疾病的“复制品”,可按研究者的需要随时采集各种样品或分批处死动物收集标本，以了解疾病全过程，这是临床难以办到的。

3.可比性 一般疾病多为零散发生,在同一时期内,很难获得一定数量的定性材料,而模型动物不仅在群体数量上容易得到满足，而且可以在方法学上严格控制实验条件，在对饲养条件及遗传、微生物、营养等因素严格控制的情况下，通过物理、化学或生物因素的作用，限制实验的可变因子，并排除研究过程中其它因素的影响，取得条件一致的、数量较大的模型材料，从而提高实验结果的可比性和重复性，使所得到的成果更准确更深入。

4.有助于全面认识疾病的本质在临床上研究疾病的本质难免带有一定局限性。

许多病原体除人以外也能引起多种动物的感染，其症状体征表现可能不完全相同。

但是通过对人畜共患病的比较，则可以充分认识同一病原体给不同机体带来的各种危害，使研究工作上升到立体的水平来揭示某种疾病的本质。

三、方法：

实验六抗胃动力不足药物的动物筛选模型

[基本原理]

胃具有收纳食物,对之进行消化、匀合、研磨,形成食糜.节奏性的送入小肠的作用,它们与底部胃壁的顺应性扩张，胃体与胃窦部节律性收缩以及幽门括约肌的规律性开放闭阖等有关。

当食糜入肠后,在食糜的机械性以及化学性刺激下，通过体液及神经机制促使胆汁及胰液排入十二指肠,加入肠管的运动进行消化，吸收及传输。

消化系统的症状,诸如烧心、恶心、呕吐、腹痛、腹泻以及由此由此派生的水、电解质和酸碱平衡紊乱乃至某些营养不良，其发病原因在一定程度上都与胃肠道及/或胰胆管的运动失常有关；又由于消化道具有与外界相通，可以直接接触的特点,因而也就为消化系统的实验室和临床药理学研究,提供了有利的条件。

在消化系统的症状中，胃动力不足、胃阻滞是常见的一种。

而阿托品为阻断M胆碱受体的抗胆碱药，其能降低胃平滑肌蠕动的幅度和频率，因此常用于胃动力不足动物模型的建立

[实验对象]

小鼠3只（18-22g）。

[实验试剂与器材]

1.器材　小鼠灌胃器、眼科剪、眼科镊、1mL注射器、放大镜、电子天平、滤纸。

2.试剂和药品　吗丁啉、硫酸阿托品、生理盐水

[操作步骤]

取健康昆明种小鼠3只，分为空白对照组，模型组，吗丁啉组。

空白对照别灌胃0.2ml/10g的生理盐水，30min后，脱颈椎处死小鼠，打开腹腔，结扎幽门和贲门，取出胃。

模型组与吗丁啉组小鼠腹腔注射硫酸阿托品2mg/kg，给药后30min后，模型组灌胃0.2ml/10g的生理盐水，吗丁啉组灌胃12mg/kg的吗丁啉，给药后30min后，脱颈椎处死小鼠，打开腹腔，结扎幽门和贲门，取出胃

各取出的胃用滤纸擦干后称全重，然后沿胃大弯剪开胃体，洗去胃内容物后擦干，观察胃形态，称净重。

以全重与净重之差为指标比较三组的胃排空能力。

综合全班数据进行统计学分析。

实验七实验性胃溃疡模型的建立与防治

[实验目的]

1.学习小鼠胃溃疡模型建立的方法。

2．观察药物对实验性胃溃疡的防治作用。

[实验原理]

消化性溃疡（pepticulcer）是由多种因素引起的一种常见病。

正常情况下，机体有胃黏液、胃黏膜屏障（mucosalbarrier）、黏膜细胞更新以及胃、十二指肠节律性运动功能等一系列保护性机理，使胃、肠黏膜不受损伤。

但过度的精神紧张、情绪激动，会使神经系统和内分泌功能紊乱；饮食失调，如粗糙食物，骨刺等对黏膜的物理性损害；刺激性食物，如过酸、辛辣食物、酒精等；服用某些药物，如阿司匹林、消炎痛、利血平等；不规则的进食时间和细菌等等都可引起胃黏膜损伤和胃液分泌功能的失常。

导致溃疡产生。

酒精可刺激胃酸分泌，对胃黏膜也有直接损伤作用，短期摄入大量酒精可引起胃黏膜的损伤而产生溃疡。

本实验建立酒精性胃溃疡模型，并选用药物进行治疗，从而分析溃疡产生的机制及防治作用。

[实验对象]

小鼠3只（18-20g）。

[实验试剂与器材]

1.器材　小鼠手术台、眼科剪、眼科镊、1mL注射器、放大镜。

2.试剂和药品　雷尼替丁、1%甲醛溶液、生理盐水

[实验方法与步骤]

取健康昆明种小鼠3只，标记为对照组、模型组、雷尼替丁组（0.04g/kg）。

各组每天灌胃给药一次，连续3天，对照组与模型组按0.2mL/10g灌胃生理盐水。

实验前禁食不禁水12小时。

于末次给药1h后模型组与雷尼替丁组小鼠应激，实验时，将小鼠绑缚于铁栅上，放入20℃左右的水浴中，液面保持在胸骨剑突水平。

24h后处死小鼠，取胃，结扎胃贲门和幽门并向胃腔内注入1％甲醛溶液2ml，将胃浸入甲醛溶液中，30min后沿胃大弯剖开，冲去胃内容物，放大镜下观察胃黏膜损伤并计算胃溃疡指数。

对照组不应激末次给药后直接处死取胃观察胃黏膜损伤并计算胃溃疡指数。

胃溃疡指数计算方法：

溃疡点或面1mm以下者，计1分；1-2mm者，计2分；2-3mm者，计3分；3-4mm者，计4分；大于4mm者，计5分，将计分相加即为该只动物的溃疡指数，并计算出溃疡抑制率，溃疡抑制率（％）=（溶剂对照组溃疡指数－给药组溃疡指数）/

溶剂对照组溃疡指数×100％。

实验后，综合全班数据进行统计学分析。