猪瘟和蓝耳病疫苗中牛病毒性腹泻病毒.docx
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猪瘟和蓝耳病疫苗中牛病毒性腹泻病毒
青岛农业大学
毕业论文
题目：
猪瘟和蓝耳病疫苗中牛病毒性腹泻病毒
污染情况的检测与分析
姓名：
南76767
学院：
动物科技学院
专业：
动物医学专业
班级：
1003
学号：
20103637
指导教师：
韩先杰
2014年5月21日
目录
中文摘要······································································································I
Abstract··························································································II
引言································································································2
1材料与方法2
1.1试验材料2
1.1.1试验疫苗2
1.1.2试验试剂2
1.1.3试验主要仪器设2
1.2试验方法3
1.2.1RNA的提取3
1.2.2RT-PCR检测BVDV3
1.2.3巢式PCR扩增4
1.2.4琼脂糖凝胶电泳4
1.2.5胶回收提纯4
1.2.6回收产物连接5
1.2.7转化反应5
1.2.8阳性克隆筛选6
1.3序列分析6
2结果与分析7
2.1PCR扩增结果7
2.1.1巢式PCR扩增结果7
2.1.2菌液PCR结果8
2.2测序结果9
2.3序列分析11
2.3.1进化树分析11
2.3.2同源性比较12
3讨论13
3.1检测方法13
3.2BVDV的污染情况13
3.3控制疫苗中的BVDV污染措施14
3.3.1预防免疫14
3.3.2注意制作工艺14
3.3.3国家加强对疫苗的监控与净化14
4小结14
致谢············································································································15
参考文献······································································································16
猪瘟和蓝耳病疫苗中牛病毒性腹泻病毒污染情况的检测与分析
动物医学专业南福龙
指导教师韩先杰
摘要：
为调查我国商品化猪瘟和蓝耳病疫苗中牛病毒性腹泻病毒污染情况，本文采集179份蓝耳病疫苗和105份猪瘟活疫苗，用RT-PCR方法检测疫苗中的牛病毒性腹泻病毒，评估疫苗污染牛病毒性腹泻病毒的情况。
结果表明，蓝耳病疫苗中检出6份阳性样品，总污染率为3.6%；猪瘟疫苗中检出3份阳性样品，总污染率2.9%，造成污染的病毒均为牛病毒性腹泻病毒1型。
关键词：
牛病毒性腹泻病毒；PCR；猪瘟；猪蓝耳病；疫苗
DetectionandAnalysisofBovineViralDiarrheaVirusPollutioninClassicalSwineFeverandPorcineReproductiveandRespiratorySyndromeVaccines
StudentmajoringinAnimalMedicineNanFulong
TutorHanXianjie
Abstract:
ToinvestigatethecontaminationsituationofBVDV,105CSFvaccinesamplesand179PRRSvaccinesampleswerecollected.Then,RT-PCRwasappliedtodetectBVDVandevaluatetheconditionofpollutioninvaccines.Theresultsshowed6ofthe179PRRSvaccinesampleswereBVDVpositiveandthecontaminationratewas3.6%.Atthesametime,3ofthe105CSFvaccinesampleswereBVDVpositiveandthecontaminationratewas2.9%.AllthedetectedBVDVwereidentifiedasBVDVtype1.
Keywords:
BovineViralDiarrheaVirus;PCR;ClassicalSwineFever;PorcineReproductiveandRespiratorySyndrome;Vaccine
目前，我国猪群重大疫病的防控主要依赖疫苗免疫，如猪瘟、蓝耳病等。
弱毒疫苗具有可诱导体液和细胞双重免疫、只接种一次即可起到良好的预防效果、持续时间长、不需佐剂等优点，猪群疫病商品化疫苗以弱毒疫苗为主。
但是，弱毒疫苗的使用可能导致如下问题：
易受外源病毒污染、发生交叉感染、有毒力残留等。
我国猪用弱毒疫苗中，屡有外源病毒污染情况，常见污染源为支原体和牛病毒性腹泻病毒，上述污染物导致疫苗使用效价降低，不仅起不到预防和控制传染病的功效，严重时甚至造成疾病的传播。
牛病毒性腹泻病毒（BovineViralDiarrheaVirus，BVDV）与猪瘟病毒（classicalSwinefevervirus，CSFV）相似，都属于黄病毒科瘟病毒属。
BVDV可分为1型和2型，1型又可分为1a和1b亚型，都会引起牛病毒性腹泻病，但不同毒株间致病性差异性较大[1]。
牛病毒性腹泻病毒自首次被报道以来，在全世界很多畜牧业发达国家中流行[2]，如：
澳大利亚、德国等国家猪群中BVDV抗体阳性率达3-40%，荷兰达15-20%[3]，我国范学政等人对2008年从10个生物制品厂23个批次的疫苗抽检样品进行检测，检测结果为牛病毒性腹泻病毒的污染率为21.74%[4]。
各种年龄的牛都可感染牛病毒性腹泻，以幼龄牛易感性最高，在垂直传播后，会产生病毒血症。
以含BVDV的血清作为原料时，就会污染制备的生物制品[5]。
猪瘟细胞苗生产过程中会使用到牛睾丸细胞以及牛血清[6]；蓝耳病疫苗（尤其是弱毒疫苗）生产工艺中在传代细胞培养中会使用到牛血清，如果血清材料含有BVDV病原或抗体，会使猪瘟细胞苗和蓝耳病疫苗污染。
疫苗被BVDV污染后，会对其免疫效果产生干扰。
BVDV抑制疫苗抗体的产生，同时刺激机体产生大量针对BVDV的抗体，导致疫苗免疫失败，表现为被接种动物体内存在较高水平抗体却依然会爆发传染病，其多数为BVDV抗体[7]。
此外，猪在接种了受污染的疫苗后也可能感染BVDV，产生类似于猪瘟的临床症状和病理变化，王新平等[8]从疑似猪瘟病料中检出了BVDV。
近年，我国发现猪场出现不明原因的猪瘟和蓝耳病免疫失败现象，可能原因是疫苗受BVDV污染，导致免疫失效，母猪感染后还会出现交配困难、不孕、流产等现象[9]。
若不能及时监测出疫苗中BVDV污染情况，会造成重大经济损失甚至传染病的流行。
因此，对猪瘟和蓝耳病疫苗受BVDV污染情况的监测与分析十分有必要。
目前，可用于检测疫苗中BVDV病原的方法主要有：
牛肾细胞直接病变、免疫荧光技术（indirectimmunofluorescence,IFA）、酶联免疫吸附试验（enzyme-linkedimmunoadsorbentassay,ELISA）、病毒中和试验（Virusneutralizationtest,VNT）、琼脂扩散试验、RT-PCR等[10]。
BVDV与CSFV基因组核苷酸同源性可达60%，氨基酸同源性可达85%[11]，血清学上可出现交叉反应[12]。
污染BVDV的CSFV疫苗免疫后，采用血清学方法无法准确区分血清抗体是由BVDV感染产生的还是由CSFV弱毒疫苗产生的。
近年，分子生物学技术广泛应用于BVDV的病原诊断，具有敏感、特异、快速、灵活、操作简便的特点，并可用于各种组织、全血等样品检测。
因此，本文拟采用RT-PCR方法对CSFV和PRRS弱毒疫苗污染BVDV情况进行检测与分析，对指导畜牧业生产中科学使用疫苗有重要的指导意义。
1材料与方法
1.1试验材料
1.1.1试验疫苗
由中国动物卫生与流行病学中心从全国各地猪场收集其使用的猪瘟细胞苗和蓝耳病弱毒疫苗，进行初检，选取怀疑为阳性的疫苗作为本试验用样品。
1.1.2试验试剂
RNA提取试剂（如：
Trizol、冷氯仿、异丙醇、75%酒精、DEPC处理水等）、引物、感受态细胞、AMP、IPTG、X-gal等由中国动物卫生与流行病学中心提供，OneStepSYBRPrimeScriptRT-PCRKit（一步RT-PCR试剂盒）、Ex-Taq酶（MIX）、DNAMarker2000、pGEM-TeasyVector购自Promega公司，胶回收试剂盒购自QIAGEN公司，QuickLigationKit、连接酶Buffer购自NewEngland Biolabs公司，DURED染料购自泛博生物化学有限公司。
1.1.3试验主要仪器设
Sigma3-18离心机购自Sigma公司、BSC1300-II-B2生物安全柜购自新华医疗器械股份有限公司、LS-P96GPCR仪购自Labserv公司、DYY-i2电泳仪购自北京六一仪器厂、Bio-Rad凝胶成像仪购自Bio-Rad公司、BG-gdsVIEW可见紫外分析仪购自北京百晶生物技术有限公司、细胞温箱购自上海福玛实验设备有限公司、SDC-6恒温槽购自宁波新芝生物科技公司、HZQ-C空气浴振荡器购自东联电子技术开发有限公司。
1.2试验方法
1.2.1RNA的提取
（1）取疫苗250uL加入无RNA酶的EP管中，加入750uLTrizol混匀，后室温放置5min，间或震荡。
（2）加入-20℃保存的冷氯仿250uL剧烈震荡混匀后置于4℃冰箱10min。
（3）置于离心机中以12000r/min，4℃离心15min。
（4）取500uL上清（宁可少也不要取到沉淀物）于EP管中，加等量（500uL）异丙醇，轻轻颠倒混匀，于-80℃冰柜沉淀30min。
（5）将液体以12000r/min，4℃离心10min。
（6）弃去异丙醇，加入75%酒精1000uL，混匀，于4℃冰箱静置5min。
（7）将液体以12000r/min，4℃离心5min。
（8）弃去酒精，晾干后用30uLDEPC处理水溶解，于-20℃冰柜保存。
1.2.2RT-PCR检测BVDV
NCBI网站GenBank给出6对供参考的BVDV扩增引物序列，经过试验研究，套式引物效果最好[14]因此本试验选用套式引物，对NS5B基因序列进行扩增，其中的引物为P1、P2、P3、P4。
P1：
10485-105835’-ATCTTTCACACATAGCCCAAC-3’
P2：
11244-112645’-GAAGCCATCATCCCCACGACG-3’
提取出来的RNA用P1、P2引物于PCR仪中进行一步RT-PCR，反应体系如表1。
表1RT-PCR的反应体系
试剂
用量（uL）
PrimescriptRTEnzymeMIX
1.0
2XOneStepSYBRRT-PCRBuffer
12.5
F（P1）
R（P2）
ddH2O
RNA
0.5
0.5
7.5
3.0
反应程序为50℃反应30min，94℃反应2min，94℃变性30s，55℃退火30s，72℃延伸1min，此三步为30个循环，后72℃反应10min，最后4℃保存。
1.2.3巢式PCR扩增
P3：
10477-104985’-TGGAGATCTTTCACACAATAGC-3’
P4：
10815-108365’-GCTGTTTCACCCAGTTATACAT-3’
用RT-PCR的产物为模板，利用引物P3、P4进行巢式PCR扩增，反应体系如表2。
表2巢式PCR扩增
试剂
用量（uL）
Ex-Taq酶（MIX）
12.5
F（P3）
0.5
R（P4）
ddH2O
DNA
0.5
10.5
1.0
反应程序为94℃反应3min，94℃变性30s，55℃退火30s，72℃延伸1min，此3步为33个循环，后72℃反应10min，最后4℃保存。
1.2.4琼脂糖凝胶电泳
（1）在管中加好琼脂糖至标度。
（2）将固体琼脂糖加至锥形瓶，加缓冲液（1:
100）。
（3）在瓶口套上一次性手套在微波炉中加热3min。
（4）取电泳板并在上面加上玻璃板，再插上梳子。
（5）取出锥形瓶加染色剂5uL（染色剂不稳定，加热之后再加防止分解）。
（6）将琼脂倒入玻璃板上至半个梳子高度（不要倒出气泡），静置15-20min。
（7）加DNAmarker20005uL加入第一个或中间的孔。
（8）将扩增产物取5uL加入平板孔中。
（9）将玻璃平板取出放入电泳池，对齐放平，盖好盖，调至130V，130mA启动，电泳30min。
（10）将胶取出孔朝上放入凝胶成像仪中，先开白光调整位置，后打开紫外光先自动曝光，等到一个合适的亮度后手动曝光，保存。
1.2.5胶回收提纯
将凝胶成像仪中呈现较亮的360bp左右的片段的PCR未纯化产物送上海生工公司测序，有3个样品测序失败，需进行目的DNA的克隆转化。
（1）进行电泳后在凝胶成像仪中找到目的片段。
（2）在切割仪中垫上一个一次性手套，放上凝胶，打开紫外灯，尽可能小的切下目的条带并分装到EP管中，并在天平中进行称重。
（3）使用QIAGEN公司的胶回收试剂盒，按重量的3倍体积加入BufferQG。
（4）将EP管装在漂浮板上在水浴温箱中50℃水浴加热10min左右，直至凝胶完全溶解。
（5）将液体移入涡旋管中，12000r/min，22℃离心1min，弃掉滤液。
（6）加入750uLBufferPE洗液12000r/min，22℃离心1min，弃掉滤液。
（7）开着盖12000r/min，22℃离心1min，换一个EP管。
（8）加BufferEB洗脱液40uL，室温静置10min，待充分反应后12000r/min，22℃离心1min，弃掉涡旋管，保留EP管中液体。
1.2.6回收产物连接
在冰水中融化Vector与QuickLigationKit，将回收的DNA片段与pGEM-TeasyVector连接，16℃3h后4℃过夜，连接体系如表3。
表3连接体系
试剂
用量（uL）
Vector
0.5
DNA
2.5
QuickLigationKit
Buffer
0.5
3.5
1.2.7转化反应
（1）将-70℃中冷藏的DH5α感受态细胞取出放入冰水中融化。
（2）将连接体系移进感受态细胞中，再将感受态细胞冰浴20min（充分吸附）。
（3）42℃热水浴90s（热击，打开离子通道）。
（4）冰浴2min（关闭通道）。
（5）加未加氨苄的LB培养基至总体积1mL。
（6）将EP管放入摇床中，37℃，180r/min培养1h。
（7）将EP管于12000r/min，22℃离心2min后弃去上清，只保留300uL沉淀液。
（8）用移液枪反复吹打沉淀至混合均匀后每300uL菌液加入Amp300uL、IPTG60uL、X-gal60uL，混合均匀。
（9）每个LB固体培养基加入120uL混合液后，每个EP管可使用6个LB固体培养基，用涂布棒将菌液涂均匀后晾干。
（10）待LB固体培养基干燥后放入培养箱中37℃培养12h。
1.2.8阳性克隆筛选
（1）将培养过后的LB固体培养平板取出，对光观察，选取单个白色大型菌落，蓝色不予考虑。
（2）用接种针将菌落接至装有2mL氨苄LB培养液的细菌培养管中。
（3）将细菌培养管于摇床中摇振培养12h。
（4）用P3、P4引物进行菌液PCR扩增，反应体系与程序如表3于表4（变性温度改为95℃）。
（5）将扩增的PCR产物进行琼脂糖凝胶电泳。
（6）对电泳结果进行分析，选取出现360bp左右明亮带的菌液加甘油（保存）并用封口条封口送上海生工去测序。
1.3序列分析
将测序后的序列对照ABI峰图进行修正，再使用NCBI网站上的NucleotideBlast功能，将修改后的序列在其中比对，找到相近参考序列后到Genbank查看详细资料，相近参考序列如表4，NS5B标准株序列如表5，外参毒株如表6。
表4相近参考序列
Genbank
基因型
来源
AB078950
AF078535
AF268278
AJ781045
HQ174294
JN380088
JX297517
JX419397
KC695814
KF835698
M31182
M96687
U63479
1ncp
1
1
1-NADL
1b
1b
1b
1
1b
1b
1-NADL
1-Osloss
1-CP7
Japan
NewYork
USA
Belgium
USA
USA
Canada
Japan
USA
USA
USA
USA
Germany
表5NS5B标准株
Genbank
基因型
来源
AB567658
AF526381
DQ088995
JF714967
JN704144
NC_001461
2
1
1-Singer_Arg
2
1b
1-NADL
Japan
China
Argentina
China
China
USA
表6外参考毒株
Genbank
基因型
来源
HCLV-AF091507
C株
China
2结果与分析
2.1PCR扩增结果
2.1.1巢式PCR扩增结果
以疫苗提取的RNA为模板，采用P1、P2引物进行RT-PCR的产物再以P3、P引物巢式PCR扩增后，进行琼脂糖凝胶电泳，发现31个初检后怀疑阳性的结果中出现9个阳性（16号、17号、18号、19号、20号、21号为蓝耳病疫苗，26号、27号、30号为猪瘟疫苗），送生工公司进行测序。
图1BVDV巢式扩增结果（1-24号）
图2BVDV巢式扩增结果（25-31号）
2.1.2菌液PCR结果
送去测序的样品中由于17号、18号、19号（蓝耳病样品）测序失败，30号样品不合格，对这几个样本进行目的DNA的克隆转化，30号样品无法正常长出菌落，只能对17号、18号、19号进行摇菌培养，并用P3、P4引物对其进行菌液PCR检测，结果如图3。
图3菌液PCR检测结果（17号、18号、19号）
2.2测序结果
测序结果中17号序列偏差过大不予采用，其他已修改结果如图：
图4BVDV-16号序列
图5BVDV-18号序列
图6BVDV-19号序列
图7BVDV-20号序列
图8BVDV-21号序列
图9BVDV-26号序列
图10BVDV-27号序列
2.3序列分析
2.3.1进化树分析
使用MEGA6软件中的Construct/TestNeighbor-JoiningTree功能制作出进化树。
结果可以看出，BVDV可以分为两个进化分支BVDV1和2型，其中BVDV1型又可以分为1a和1b两个亚型。
本文检测到的BVDV中，BVDV-16，-20，-21等三株属于BVDV1b亚型，而BVDV-18，19，26，27等毒株均属于BVDV1a亚型，这说明检测到的BVDV既有1a亚型，也有1b亚型。
（详见图11）。
图11BVDV各毒株的同源进化树
2.3.2同源性比较
使用DNAStar软件中的MegAlign软件，制作同源性图。
根据同源性比较可见，不同BVDV毒株之间的同源性比较低，彼此之间相差较大，同源性的分布为68.6%-100%。
在比较的这些BVDV毒株中，同源性最高的为M31182和NC_001461毒株，为100%，同源性最低的为BVDV2型的毒株AB567658和1型毒株KF772785，只有68.6%。
本文检测到的BVDV之间的同源性为80.5%-98.2%，其中，BVDV-18和BVDV-26毒株之间的同源性最高，为98.2%，BVDV-18和BVDV-16毒株之间的同源性最低，仅为80.5%（详见图12）。
图12BVDV各毒株的同源性比较结果
3讨论
3.1检测方法
很多BVDV毒株在细胞上难以产生明显的细胞病变，因此，PCR等分子生物学检测就成为最常用的BVDV检测方法。
考虑到BVDV与CSFV和BDV均属于黄病毒属，三者在基因组上的同源性较高，常规的PCR扩增容易因交叉反应而产生假阳性结果，为保证检测结果的准确性和特异性，本文在试验前首先对国、内外PCR检测方法进行了筛选比较，确定采用NS5B区的一段保守序列进行扩增的套式引物，该引物可以有效区分BVDV和CSFV，同时具有较高的灵敏度。
即便如此，为精确分析BVDV巢式PCR扩增结果，本试验继续对BVDV巢式PCR的扩增产物进行测序，在试验中发现，有些样品会出现扩增后产物浓度不够或者非特异性条带等原因造成的无法测序，使检测无法顺利完成。
此时，便需要对PCR产物进行克隆，使低浓度的DNA高效大量并且准确地扩增，从而实现测序分析。
试验过程中，本试验对相关技术进行了优化，使克隆更加有效，具体措施包括：
（1）采用pGEM-Teasy载体和快速连接酶，使得在连接反应时能够缩短连接所需时间，提高连接的效率；
（2）在进行平板培养时每300uL菌液加入Amp300uL，IPTG60uL，X-gal60uL使培养后的平板能长出蓝白斑，选取白斑，筛去假阳性蓝斑，能够更有效的进行摇菌培养，并进行测序；（3）在进行菌液PCR时，提高变性温度，方便细菌的裂解，提高DNA扩增的效率。
3.2BVDV的污染情况
近年来，我国不断有BVDV感染猪群并被分离鉴定的报道，BVDV在猪群中的流行不容忽视。
戴益民[15]等对2004-2007年江西省部分地区已经检测为CSFV的52份病料进行BVDV回归性检测，结果BVDV的阳性率分别为100%（2004年）、14.3%（2005年）、12.5%（2006年）和15.8%（2007年）。
本试验的结果为蓝耳病疫苗污染率为3
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