动物实验的基本操作文档格式.docx

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图5-5图5-6

6.犬 

抓取犬时，需要用特制的长柄钳夹夹住其颈部，套上犬链，然后根据不同的实验要求将其固定。

犬嘴的捆绑方法：

取一圆形铁柱管（直径约1cm，长25cm，可用万能支架上的铁柱管代替）横贯置于犬齿后部的上下颌之间，用较宽的纱布从下颌绕到上颌打第1个结扣后，纱布的两端在铁柱管的两端靠犬的头部绕两圈固定。

待固定牢靠后，纱布再绕向下颌打第2结扣，在铁柱管的两端靠犬的头部绕2圈固定，最后再绕到头颈后打第3个结扣。

固定好后，可用手试着拉动或移动铁柱管，如铁柱管牢固，则证明犬嘴捆绑正确，否则需重新捆绑。

如实验需要静脉注射时，可先使动物麻醉后再取下长柄夹，解绑，把动物放在实验台上，按实验要求固定。

二、注意事项

1捉拿固定某一动物之前，要对该动物的习性有一定的了解。

2捉拿固定动物时须小心谨慎，大胆果断，但切不可粗暴。

3大鼠牙齿锋利，为避免咬伤，捉拿动作要轻，不可鲁莽，如果大鼠过于凶猛，可待其安静后，再捉拿或用卵圆钳夹鼠颈部抓取。

4捉拿动物过程中要以规范性的方法抓取和固定动物，要避免因动作粗暴而造成动物高级职称考试网的损伤。

例如家兔这样的动物，不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。

5抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻，防止拉断鼠尾。

不可提起动物玩耍!

提起动物后，应迅速放在粗糙台面上。

6捉拿动物过程中应防止被动物咬伤，若不慎被动物咬伤、抓伤。

应及时用碘酒、乙醇消毒，随后到有关医疗机构诊治。

三、实验动物的编号方法

动物实验中，常用的编号标记有染色法、挂牌法、烙印法等3种方法。

染色法 

染色法是用有色化学试剂在动物身体明显处如被毛、四肢等不同部位处进行涂染或用不同颜色来区别各组动物，是实验中最常用、最容易掌握的方法。

使用的编号标记液有如下几种：

3％-5％的苦味酸溶液（涂染黄色），2％硝酸银溶液（涂染咖啡色），0.5％中性红或品红溶液（涂染红色）。

编号原则是先左后右，从前到后。

一般把涂在左前腿上的记为1号，左侧腹部记为2号，左后腿记为3号，头顶部记为4号，腰背部记为5号，尾基部记为6号，右前腿上的记为7号，右侧腰部记为8号，右后腿记为9号。

若动物编号超过10或更大数字，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号。

例如把红色记为十位数，黄色记为个位数，那么，右后腿黄色，头顶红色，则表示是49号，其余类推。

挂牌法 

挂牌法是将标有编号的金属制号码牌固定在实验动物的耳部皮肤上，大动物可挂在颈上或笼箱上。

烙印法 

烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位（如耳、面鼻部和四肢等部位）刺上编号，然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。

烙印前，最好对烙印部位预先用75％乙醇消毒，以免造成皮肤局部感染。

（黄红林 

陈 

凯）

第二节 

实验动物的给药方法

实验动物是医学实验研究工作的基本要素之一，如新药开发、对疾病和生命现象的研究等均需要动物进行实验研究。

根据实验目的、所选用实验动物种类、药物剂型的不同，对实验动物实施不同的给药方法是十分重要的。

本节主要介绍在基础医学实验学教学中常用的一些给药方法。

较常见的给药方法有：

摄入法给药、注射法给药、涂布法给药和吸入法给药，其中前两种方法较为常用。

一、摄入法给药

摄人法是经消化道给药，有自动口服给药、强制灌胃给药和经直肠给药3种方式。

自动口服给药 

将药物放入饲料或溶于饮水中，由动物自动摄入体内。

此法的优点是：

操作简便，不会因操作失误而致动物死亡。

不足的是由于动物状态和饮食嗜好的不同，饮水和摄取食量的不同，不能保证用药后的药效分析的准确性。

同时，放入饲料或溶于饮水中的药物容易分解，难以做到平均添加。

因此，该方法适用于动物疾病的防治、药物毒性观测、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。

强制灌胃给药 

强制灌胃给药能准确掌握给药量、给药时间、发现和记录症状出现时间及经过。

但每天强制性操作和定时给药会对动物造成一定程度的机械损伤和心理影响。

为减少不良影响，必须充分掌握灌胃技术。

方法如下：

操作前，将胃管接在注射器上，大致测试一下从口腔至胃

图5-7图5-8

（最后一根肋骨后缘）的长度，以估计胃管插入深度。

成年动物插管深度一般是：

小鼠3cm，大鼠5cm，家兔15cm，犬20cm。

操作时，动物取直立或平卧体位，固定动物头部，强迫张口，胃管压在舌根部顺上腭缓缓插入至所需深度。

插管时注意动物的反应，若动物反应剧烈，应拔出胃管，检查食管是否有损伤，并重新操作。

插管完成后应注意检查胃管是否准确插入食管内，以防将药物注入气管（图5-7）。

给家兔、犬等中型动物灌胃时，应配合使用开口器，以免动物咬坏胃导管（图5-8）。

除使用胃管灌药外，有时还可以让动物在人工辅助下自行吞咽药物，如实验者把药物放在豚鼠舌根部，让其闭口咽下。

3．经直肠给药 

根据动物大小选择不同的导尿管，在导尿管的头部涂上凡士林，使动物取蹲位，助手以左臂及左腋轻轻按住动物的头部及前肢，以左手拉住动物尾巴露出肛门，右手轻握后肢。

实验者将导尿管缓慢送人肛门。

切记不能粗暴用力，插管深度以7～9cm为宜。

药物灌入后，应抽取生理盐水将导尿管内的药物全部冲入直肠内，然后将导尿管在肛门内保留一会再拔出。

二、注射法给药

皮下注射 

对大多数实验动物来说，皮下注射最适宜的部位是颈背、腋下、侧腹或后腿肢体、臀部等。

小鼠、大鼠、沙鼠和豚鼠一般用手固定，家兔、犬则固定于实验台上。

不同实验动物的注射部位有所不同，犬、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿内侧或小腹部，大鼠可在左侧下腹部。

其操作方法是：

用左手轻轻抓起皮肤，右手把注射器针头插入皮肤皱褶的基底部，沿身体纵向将注射器推进5～10mm，并将针头轻轻左右摆动，易于摆动表明已刺入皮下。

再轻轻抽吸，若无回流液体或血液时即可缓慢注入药液。

注射完毕拔出针头，用手指轻压注射部位，以防药液外漏。

皮内注射 

皮内注射是将药液注入皮肤的表层与真皮之间。

可用于观察皮肤血管通透性变化或皮内反应，多用于接种、过敏实验等。

操作时，先剪去注射部位的被毛，消毒局部，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持针头，将针头与皮肤呈30°

角，沿表层刺入皮内，慢慢注入一定量的药液。

此时会感到有很大的阻力，并且注射部位皮肤表面马上呈小丘疹状隆起，皮肤表面上的毛孔极明显。

如无以上表现，则药液可能注人皮下，应更换部位重新注射。

注射后5分钟再拔针，以免药液从针孔漏出。

肌肉注射 

肌肉注射主要用于注射不溶于水而悬于油或其他剂型中的药物。

肌肉注射应选择肌肉发达、血管丰富的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的大腿外侧缘；

家兔、猫、犬、猴的臀部或股部。

注射时固定动物，剪去注射部被毛，与肌肉层组织接触面呈60°

角刺入注射器针头，回抽针栓无回血后注入药液（小动物可免回抽针栓）。

注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，促进药液吸收。

腹腔注射 

此注射方法是啮齿类动物常用的给药方法。

注射部位应是腹部的左、右下侧外1／4的部位，因为此处无重要器官。

其中家兔在腹部近腹白线约1cm处，犬在脐后腹白线侧缘1～2cm处注射。

给大鼠、小鼠注射时，左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于尾部，右手持注射器将针头平行刺入达皮下（图5-9），再向前进针3～5mm，针头能自由活动则说明刺到皮下，然后注射器以45°

角斜刺入腹肌，进入腹腔。

进入腹腔时可有落空感，回抽注射器，若无回流血液或尿液时即表示未伤及肝脏和膀胱，可以按一定的速度慢慢注入药液。

图5-9

5. 

静脉注射 

静脉注射应根据动物的种类选择注射的血管。

大鼠和小鼠多选用尾静脉，家兔多选用耳缘静脉，犬多选用后肢小隐静脉，豚鼠多选用耳缘静脉或后肢小隐静脉注射。

因为静脉注射是通过血管给药，所以只限于液体药物。

如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。

（1）耳缘静脉注射

将动物固定于实验台上，去除耳缘部位的被毛，用乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉即清晰可见。

用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指和小指夹住耳缘部分，以左手无名指和小指放在耳下作垫，待静脉充盈后，右手持注。

射器使针头尽量由静脉末端刺入，与血管方向平行、向心端刺人约1cm。

回抽注射器针栓，有血液回流，即可将药液缓慢注入（图5-10）。

注射完毕抽出针头，用棉球压迫注射部位数分钟，以免出血。

此方法适用于体型较大的动物，如猿、犬和家兔。

图5-10

（2）尾静脉注射

尾静脉注射主要用于大鼠和小鼠。

鼠尾静脉有3根，两侧及背侧各1根，左、右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。

注射时，先将鼠固定在鼠筒内或扣在烧杯中，露出尾部组织，用45～50℃温水浸泡鼠尾1～2min或用75％乙醇溶液反复擦拭，以达到消毒、扩张血管和软化表皮角质的目的。

选择尾静脉下1／3处，用细针头沿血管方向平行、向心端进针（图5-11）。

注意药液推入静脉时是否通畅，若阻力较大，注射部位皮下发白，表示针头未刺入静脉内，应换部位重新注射；

若推入药液顺利无阻，则表明己刺入静脉内，应把针头和鼠尾固定好，不要晃动，缓缓将药液推入，注射完毕，用棉球在注射部位轻轻揉压，使血液及药液不致回流而漏出。

图5-11

（3）前肢内侧头静脉或后肢小隐静脉注射

注射时应先剪去注射部位的被毛，用碘酒和乙醇消毒皮肤，在静脉近心端用橡皮胶带绑紧或用手捏紧，使血管充盈，针头自远心端向心刺入血管，待回抽有血后，放松静脉近心端，尽量缓缓地注入药液（图5-12）。

（4）腹静脉注射

主要用于蛙和蟾蜍。

将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹部正中线稍左剪开腹肌并翻转，可见腹静脉沿腹壁肌肉下行，注射时用左手拇指和食指捏住腹壁肌肉，稍向外拉，用中指在下顶起腹壁肌肉，右手持注射器，将针头沿血管平行方向刺入即可。

（5）浅背侧足中静脉注射 

图5-12很少用，可用于大鼠、小鼠和豚鼠等。

（6）股静脉或颈外静脉注射

有时用于大鼠和犬，但必须在麻醉状态下进行。

方法是切开皮肤，使用注射器、血管插管等技术，直接对动物实施股静脉或颈静脉的注射给药。

此外，还有脑内注射、椎管内注射、椎动脉注射和关节腔内注射等其他较特殊的药物注射方法。

三、涂布法给药

涂布皮肤方法给药主要用于鉴定药物经皮肤的吸收作用、局部作用或致敏作用等。

药液与皮肤接触的时间可根据药物性质和实验要求而定。

大鼠、小鼠可采用浸尾方式经尾部组织给药，主要目的是定性地判断药物经皮肤的吸收作用。

先将动物放入特制的固定盒内，露出尾部组织，再将尾部组织通过小试管软木塞小孔，插入装有药液或受检液体的试管内，浸泡2～6小时，并观察其中毒症状。

如果是毒物，实验时要特别注意，避免人员因吸入受检液所形成的有毒蒸气而中毒。

为此，要将试管的软木塞塞紧，必要时可将受检液表面加上一层液体石蜡。

为了完全排除吸入的可能性，可在通风橱的壁上钻一小洞，将受检液置于通风橱内，动物尾部组织通过小孔进行浸尾实验，而身体部分仍留在通风橱以外。

家兔及豚鼠经皮肤给药的部位常选用脊柱两侧的背侧部皮肤。

选定部位后，用脱毛剂脱去被毛，洗净脱毛剂后，放回笼内，至少待24小时后才可使用。

脱毛过程中应特别注意不要损伤皮肤。

次日仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度腐蚀的创口，以及有无炎症、过敏等现象。

如有，应暂缓使用，待动物完全恢复。

若皮肤准备合乎要求，便可将动物固定好，在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩，罩底用凡士林胶布固定封严。

用移液管沿罩柄上开口处，加入待试药物，使受检液与皮肤充分接触并完全吸收后解开（一般2～6小时），然后将皮肤表面仔细洗净。

观察时间视实验需要而定。

如果是一般的药物，如软膏和各种化妆品，可直接涂抹在皮肤上。

药物与皮肤接触的时间根据药物性质和实验要求而定。

（黄红林陈 

第三节 

实验动物的麻醉方法

所谓麻醉，通常是指用药物使整个实验动物（全身麻醉）或其手术部位（局部麻醉）处于无知觉状态，并使其基本生命活动不受影响。

实验动物的麻醉，关键在于正确选择麻醉方法和麻醉药；

同时，要仔细地观察麻醉过程，判断麻醉效果。

一、麻醉方法

（一）全身麻醉

麻醉药经呼吸道吸入或静脉、肌肉等注射，产生中枢神经系统抑制，达到预期的麻醉效果，这种方法称全身麻醉。

吸入麻醉

吸入麻醉是将挥发性麻醉药（如乙醚）或麻醉气体经呼吸道吸入体内，从而发生麻醉作用，它属于全身麻醉。

用吸入麻醉法麻醉狗，多采用开放式。

先按照狗的大小选择合适的口鼻罩套住狗嘴，内垫数层纱布。

若无合适的麻醉口罩，也可用数层长宽各40cm的纱布蒙住狗嘴。

将狗按倒，一人固定狗的四肢，另一人滴加乙醚于口罩或纱布上，让狗吸入。

开始量可稍多些，后逐渐减少。

狗吸入乙醚后有兴奋现象，如挣扎、呼吸不规则或加深、肌张力增强等。

出现这些现象时给药应暂停1～2分钟，待呼吸恢复正常后再继续给药，直到满意的麻醉深度。

由于乙醚吸入麻醉会出现兴奋期，因此，可在麻醉前给予适当的镇静性药物和阿托品，前者可降低中枢神经系统的兴奋性，减轻兴奋反应；

后者可对抗乙醚刺激口腔和呼吸道粘膜的分泌作用，防止呼吸道阻塞，以免发生麻醉意外。

给猫兔等动物作吸入麻醉时，也可采用口鼻罩法。

此外，这些动物以及豚鼠、大小白鼠等体型较小的动物可置入一个特制的麻醉箱内，或者放在钟罩或大烧杯内，然后将浸有乙醚的药棉或纱布放入其内，让动物呼吸乙醚空气。

待动物卧倒后，将其取出，用开放性点滴法维持，直到合适的麻醉深度。

用吸入麻醉法麻醉动物，有时为了保持呼吸道通畅，改善通气功能，常在局部麻醉药作用下给动物一个气管切口，将一根合适的导管经气管切口插入，呼吸气体和吸入麻醉药都经导管进入体内。

这种利用气管内插管的方法进行的吸入麻醉，称气管内吸入麻醉。

2.注射麻醉

注射麻醉就是将药液抽吸入注射器内,然后通过注射针头注入到动物机体的某个部位,以达到麻醉目的。

这是麻醉实验动物的一种常用方法。

根据给药部位，注射麻醉可分为静脉注射、腹腔注射、肌肉注射和淋巴囊注射四种。

（1）静脉注射

静脉注射是全身麻醉的一种常用方法，也是常用的给药方法。

这种方法对装注射器针头的要求是，针头号与注射器刻度线在同一个方向上。

这样，当针头刺入静脉血管时，其缺口与注射器刻度线都朝上，就不必担心血管壁妨碍注射药液，也便于观察注射剂量与速度。

静脉注射部位因动物种类而异。

①狗的静脉注射部位通常有两个：

一是后肢外侧面的小隐静脉，该静脉在胫腓骨远端自前向后行走；

一是前肢内侧的头静脉，其口径比小隐静脉粗。

这两支静脉都位于皮下。

注射时，先用狗头夹固定头部，以防咬人。

然后在注射部位剪毛，用胶皮带捆绑近心端，使静脉充盈，将注射针头刺入血管，回抽有血时，松带，即可注入麻醉药。

②家兔常取耳缘静脉为注射部位。

耳缘静脉沿耳背内侧行走。

注射时先用兔笼固定兔头，或由助手搔抓前肢腋下使动物安静。

剪毛并用水湿润，使血管显现。

然后左手中指和食指夹住兔耳根部，拇指和无名指捏住耳尖，右手持注射器，从耳尖部进针。

兔耳皮肤薄，耳缘静脉表浅，因此进针不能太深，以免刺破血管。

③大白鼠和小白鼠可取尾静脉注射。

鼠尾背腹及两侧共有四根血管，腹侧一根为动脉，其余三根为静脉。

注射时，宜先用鼠固定器固定鼠体，让鼠尾露出。

宜选用4号针头或5号针头，选择最粗的一根血管刺入。

静脉注射麻醉作用发生快，没有明显的兴奋期，几乎立即生效。

这样，容易控制麻醉深度，掌握用药剂量。

但也要注意：

①注射器内抽取药液后应排干净空气；

以免将空气注入血管引起血管栓塞。

②注入药物的速度一般要慢，尤其是使用20%氨基甲酸乙酯（乌拉坦）溶液给家兔作耳缘静脉注射麻醉时，速度过快，往往引起动物死亡。

③为避免发生麻醉意外（呼吸暂停、心脏停跳、甚至死亡），可先缓慢注入药物总剂量的4/5，剩下的1/5根据麻醉深度决定是否应该继续注入。

（2）腹腔注射

与静脉注射相比较，腹腔注射操作简便易行。

狗兔等较大动物腹腔内注射麻醉药时可由助手固定动物，使腹部朝上，然后在后腹部外侧约1/3处进针，回抽、判定针头确在腹腔内，即可注入药物。

大、小白鼠和豚鼠腹腔内注射麻醉一人操作即可。

操作者事先用注射器抽取麻醉药。

左手拇指与食指捏住鼠耳及头部皮肤，无名指与小指夹住鼠尾，腹部朝上固定于手掌间，右手持注射器从后腹部朝头的方向刺入，回抽、判定针头确在腹腔内，即可注射药液。

腹腔注射麻醉药物由肠系膜吸收入血，经门静脉入肝再进入心脏，然后才能到达中枢神经系统。

因此，麻醉作用发生慢，有一定程度的兴奋期，麻醉深度不易控制，只有静脉注射麻醉失败后才进行。

注射时应注意：

①进针角度因动物大小而有不同，较大动物针头可与腹壁垂直；

鼠类宜使针头与腹壁成30度夹角。

②一定要回抽，若回抽到血液、粪便、尿液等，表示针头已刺入脏器，必须拔出重刺。

③所用针头不宜太大，以免注射后药液自针孔流出。

（3）肌肉注射

肌肉注射麻醉法常用于鸟类。

取胸肌注射药液。

（4）淋巴囊注射

两栖动物全身有数个淋巴囊，注射麻醉药液易吸收，发生麻醉作用较快。

在所有淋巴囊中，以腹部和头背部最常用。

（二）、局部麻醉

常以1%盐酸普鲁卡因溶液，在手术部位作皮下浸润麻醉。

这种方法是在手术前，用2ml注射器套上6号或6号针头将局部麻醉药（普鲁卡因）注入手术部位的皮下，并轻加压，使药液扩散，即可手术。

二、麻醉药

常用麻醉药物的用法及剂量（表3-1）

三、麻醉效果的观察

呼吸

动物呼吸加快或不规则，说明麻醉过浅，可再追加一些麻醉药；

若呼吸由不规则转变为规则且平稳，说明已达到麻醉深度；

若动物呼吸变慢，且以腹式呼吸为主，说明麻醉过深，动物有生命危险。

反射活动

主要观察角膜反射或睫毛反射，若动物的角膜反射灵敏，说明麻醉过浅；

若角膜反射迟钝，麻醉程度合适；

角膜反射消失，伴瞳孔散大，麻醉过深。

肌张力

动物肌张力亢进，一般说明麻醉过浅，全身肌肉松弛，麻醉合适。

皮肤夹捏反应

麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹捏动物皮肤，若反应灵敏，麻醉过浅，若反应消失，麻醉程度合适。

四、麻醉意外及其处理

肌颤与抽搐

可能由于动物在麻醉期体温下降或由于麻醉药的毒性反应引起。

遇有这种情况，应针对诱发原因分别处理。

乌拉坦麻醉可使动物体温下降，应注意保温。

若系药物的毒性反应，尤其是由非麻醉药所引起，可对症处理。

心跳呼吸骤停

多半由于麻醉过深，抑制了延髓心血管运动中枢和呼吸中枢。

对此应立即进行人工呼吸，同时作胸外心脏按压。

并可从心室内注射肾上腺素（0.1%，1ml），以及从静脉注射中枢兴奋药（如1%山梗茶硷0.5ml或25%尼可刹米1ml）。

（杨君佑 

朱炳阳）

第四节 

实验动物用药剂量的计算方法

在需要给动物用药时，经常会遇到两个问题：

（1）给多少剂量；

（2）配成何种浓度的药液。

下面介绍有关方法。

一、给药剂量的确定

药物对于某种动物的适当剂量来自实践经验，不能凭空推算。

为了某一目的准备给某种动物用药时，首先应该查阅该药的有关文献，了解前人的经验。

如能查到为了同一目的，给相同种类动物用药的记录，那就可以直接照试。

如查不到治疗剂量，但能找到致死量（LD50），也可先参考LD50来设计剂量并进行实验。

如果查不到待试动物的合适剂量，但知道其他动物的剂量或人用剂量，则需要加以换算。

关于不同种类动物间用药剂量的换算，一般认为不宜简单地按体重比例增减，而须按单位体重所占体表面积的比值来进行换算。

下面将分述按体重换算和按体表面积换算的方法。

按体重换算方案 

已知A种动物每千克体重用药剂量，欲估算B种动物每千克体重用药的剂量，可先查表5-1，找出折算系数（W），再按下式计算。

B种动物的剂量（mg／kg）＝W×

A种动物的剂量（mg／kg）

表5-1 

动物与人体量的每千克体重等效剂量折算系数

A种动物或成人

B种动物或成人

小 

鼠

大 

豚 

家 

兔

猫

犬

成 

人

（0.02kg）

（0.2kg）

（0.4kg）

（1.5kg）

（2.0kg）

（12kg）

（60kg）

小鼠（0.02kg）

1.0

1.4

1.6

2.7

3.2

4.8

9.01

大鼠（0.2kg）

0.7

1.14

1.88

2.3

3.6

6.25

豚鼠（0.4kg）

0.6l

0.87

l.0

0.65

2.05

3.0

5.55

家兔（1.5kg）

0.37

0.52

0.6

1.23

1.76

3.30

猫（2.0kg）

0.30

0.42

0.48

0.81

1.44

2.70

犬（12kg）

0.21

0.28

0.34

0.56

0.68

成人（60kg）

0.11

0.16

0.18

0.304

0.371

0.531

例1 

已知某药对小鼠的最大耐受量为20mg／kg（20g小鼠