平喘药实验报告.docx
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平喘药实验报告
篇一：
《实验实训指导书》（药理学）
实验一药理学实验基本知识和技术
实验目的：
1、掌握基本操作，锻炼动手、动脑能力；
2、更好地掌握药理学基本理论知识；
3、培养科学思维。
实验内容：
一、药理实验的基本目的与要求
二、实验动物：
1、动物的选择；
2、动物的标记与捉拿、固定方法；
3、动物的取血方法（尾尖、眼眶静脉丛、摘眼球、断头）；
4、动物的给药方法（灌胃、腹腔、皮下、尾静脉）；
5、动物的麻醉方法；
6、动物的处死方法。
三、实验设计基本原则。
实验步骤：
一、药理学实验的基本目的与要求
药理学实验课在药理学教学中占有非常重要的地位。
药理学实验课的目的在于通过实验验证药理学的基本理论，加深理解与掌握药理学的基本知识和规律；也是了解获得药理学知识的科学途径。
同时，培养学生独立思考，独立工作，科学思维的能力；培养学生动手操作、分析问题和解决问题的能力；还应培养学生对科学工作的严肃的态度、严格的要求、严密的工作方法及实事求是的工作作风。
为了达到上述目的，要求做到下列事项：
1.实验前：
预习实验内容并复习相关理论知识；
2.实验时：
（1）实验分小组进行，实验前分工明确，实验时密切配合；
（2）确定实验仪器、药品、动物与实验指导相符时，将实验器材妥善安排，正确装置、保管；
（3）实验操作按步骤进行，仔细观察实验中出现的现象，实事求是地做好记录；
（4）注意爱护动物、节约实验药品；
（5）实验过程中保持实验室肃静、清洁。
3.实验后：
⑴各组同学将实验动物处死，实验台擦干净，将实验方盘送回准备室；
⑵值日生搞好实验室卫生，将死亡动物送至指定场所；
⑶整理实验结果，经分析思考作出结论，按要求写出实验报告，按时交给指导老师。
实验报告的书写
1.题目
2.目的
3.原理
4.材料：
实验动物，器材，药品
5.方法：
用自己的语言简单扼要描述出来；
6.结果：
要求真实、清楚；
7.讨论：
将实验结果进行比较、分析；实验中有哪些不足之处；结果异常或失
败的原因；
8.结论：
将实验结果进行归纳总结，应带有提示性质。
二、实验动物1、动物的选择：
药理学实验中常用的动物有青蛙、蟾蜍、小鼠、大鼠、豚鼠、家兔、猫、狗、猴等。
动物对药物的反应具有种属差异性，可根据实验目的和要求选用不同的实验动物。
例如：
（1）小白鼠：
适用于需大量动物的实验，如某些药物的筛选，半数致死量的测定。
也较适用于避孕药实验、抗炎镇痛药实验、中枢神经系统药实验、抗肿瘤药及抗衰老药实验等。
（2）大白鼠：
比较适用于抗炎药物实验，血压测定、利胆、利尿药实验，也可用于进行亚急性和慢性毒性实验。
（3）豚鼠：
因其对组胺敏感，并易于致敏，故常被选用于抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验。
也常用于离体心脏、心房、肠管实验。
又因它对结核敏感，常用于抗结核病药的实验。
（4）家兔：
常用于观察研究脑电生理作用，药物对小肠的作用。
由于家兔体温变化敏感，也常用于体温实验，用于热原检查。
（5）狗：
狗是记录血压，呼吸最常用的大动物。
还可利用狗做成胃瘘、肠瘘，以观察药物对胃肠蠕动和分泌的影响。
在进行慢性毒性实验时，也常采用狗。
（6）猴是接近于人类的高级动物。
神经系统比较发达，常用于观察药物对行为的影响。
猕猴的月经周期和人一样，是研究生殖课题的首选动物。
另外，新药临床前毒性评价，也需要使用猴。
2、动物的标记与捉拿、固定方法
（1）动物的标记
狗、兔等较大的动物可用特制的铝质号码牌固定在颈部或耳上。
大鼠、小鼠和家兔多用染色法，一般用1％的苦味酸溶液（黄色）或5％中性红溶液（红色）涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
（2）动物捉拿、固定方法
①小白鼠
右手抓住其尾部放在鼠笼盖铁纱网上，用左手拇指及食指沿其背部向前抓起颈背部皮肤，并以左手的小指、无名指固定其尾部，便可将小鼠固定在手上。
②大白鼠
用右手提起尾部，放在粗糙面上，左手的拇指和食指捉其头部，其余三指夹住背腹部即可固定。
③豚鼠
豚鼠性情温和不咬人，用手握住躯干即可。
④家兔
可用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿势。
在进行仰位手术操作时，可用绳带将其四肢仰位捆绑在兔手术台上。
头部用兔头固定夹固定。
3、动物的取血方法
（1）小鼠和大鼠
①颈静脉或颈动脉取血：
麻醉动物，背部固定，颈部去毛，碘酒消毒，切开皮肤，分离出动脉或静脉，将注射针平行刺入血管，慢慢回抽针栓即可取血。
动脉取血时，亦可将远心端结扎，用动脉夹夹住近心端，在动脉中央剪一小口，插入聚乙烯管，然后放开动脉夹，血液可自动流出。
兔和豚鼠也常用此方法取血，手术操作与大鼠相似。
②尾尖取血：
将鼠固定在铁丝笼或特别筒内，使鼠尾露在外面。
剪掉鼠尾（小鼠1mm～2mm；大鼠5mm～10mm），用拇指和食指由尾根向尾尖按捏，血液即从尾尖流出。
小鼠每次可采血0.1ml，大鼠每次可采血0.5ml。
注意：
只剪去尾尖，如剪去过多组织，反而流血少。
下次取血时，只需将尾尖血痂剪掉即可。
③眼球取血：
左手持鼠，使眼球突出，并使头向下。
右手持弯曲镊，钳夹一侧眼球根部，将眼球摘除。
血液即可从断裂的眼眶动物、静脉涌出，血量约为鼠体重的4％～5％，适用于一次性取血。
④眼眶后静脉丛取血：
固定鼠头部皮肤，轻轻向后压迫颈部两侧，使头部静脉回流受阻，眼球充分外突，用内径1～1.5mm的毛细血管刺入下眼睑与眼球之间，轻轻向眼底部方向移动，血即可流入玻璃管内，一般两眼可各取一次。
⑤断头取血：
用剪子剪断鼠头，立即将鼠颈部向下，提起动物，并对准已准备好的容器，可接取所需血液。
小鼠可取血约1ml，大鼠可取血约8ml。
（2）家兔
①心脏取血：
将家兔背位固定，在胸骨左缘3mm，第3～4肋间隙，触及心跳最明显部位，以8号针头刺入，即可有血流入注射器内，亦可抽取，如没刺入心脏，一定要将针提到皮下改变方向，再重新刺入。
②耳缘静脉取血：
将耳根部压紧，拔去耳缘毛，用酒精涂擦使血管扩张明显，以6～7号针头，针尖向离心方向刺入，缓慢抽取血液。
③股动脉、静脉取血：
将家兔麻醉、背位固定，手术分离出股动脉或静脉，插入套管即可根据需要量取血。
4、动物的给药方法
（1）小鼠、大鼠
①灌胃法（i.g.）：
以左手固定鼠后，使其腹部朝上，颈部伸直。
右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面沿上腭进入食道。
②腹腔注射（i.p.）：
以左手固定鼠，方法同灌胃，右手持注射器，取30度角将针头从下腹部向头端刺入腹腔。
进针部位不宜过高，刺入不宜太深，以免伤及内脏。
③皮下注射（s.c.）：
用左手固定鼠后，右手持注射器于拇指和食指捏起的皮肤处进针即可。
④静脉注射（i.v.）：
将鼠置于特制的固定筒内或倒置的大漏斗下，让其尾部露出。
用酒精或二甲苯涂擦尾部，或将鼠尾在50℃热水中浸泡半分钟使血管扩张。
左手拉尾端，右手持注射器将针头刺入尾静脉，推入药液。
（2）家兔
①灌胃：
需两人合作进行。
一人取坐位用两腿夹持兔身，左手握家兔双耳，右手抓住两前肢。
另一人将木制开口器横插家兔口内，压住舌头并固定之。
取8号导尿管从开口器中部小孔插入食道。
插管时如误入气管会出现动物的挣扎和呼吸困难。
也可将导尿管的外端浸入水中，如有气泡吹出，表示插在气管内，此时应拔管重插。
当判明导尿管在食道以内后，用注射器接通导尿管将药液推入。
②皮下、腹腔注射：
给药方法基本上同小鼠，唯针头可稍大，给药量可稍多。
皮下与肌内为0.5～1.0/mg，腹腔为1.0～5.0ml/mg。
③静脉注射：
将家兔置固定箱内，拨去耳壳外缘的毛，选择一条比较明显的耳缘静脉，用酒精棉球涂擦皮肤，使血管显露。
用左手拇指和中指捏住兔的耳尖部，食指垫在兔耳注射处的下面，右手持注射器，将针头从近耳尖处刺入，当确认针头在血管中后，将药液推入。
5、动物的麻醉方法
（1）局部麻醉：
常采用2％普鲁卡因做皮下浸润注射，可用于局部手术。
（2）全身麻醉：
①吸入麻醉：
可将乙醚蘸在棉球上放入玻璃罩内，利用乙醚挥发的性质，经肺泡吸收，作用较快，适用于小鼠、大鼠短时间麻醉。
②注射麻醉：
常用戌巴比妥钠和乌拉坦。
注意事项：
配制注射用麻醉剂，一般用蒸馏水，也可用生理盐水。
静脉麻醉时，剂量要准确、浓度要适中，注射速度要缓慢，均匀。
冬季作实验时，应将药液加温到动物体温水平。
密切观察动物眼睑，角膜及趾反射，避免麻醉过深引起动死亡。
一旦麻醉过量，尽早采取人工呼吸等措施。
6、动物的处死方法
（1）小鼠和大鼠
常采用颈椎脱臼法，即用左手拇指和食指将其头部紧按在硬的物体上，右手捏住鼠尾，用力向后牵拉，使颈椎脱位，鼠可瞬间死亡。
大鼠也常用断头法处死。
（2）家兔
空气栓塞法：
用50～100ml注射器，往静脉内迅速注入空气，动物因血管气栓致死。
家兔注射空气量为10～20ml。
三、实验设计基本原则
1、随机原则
使每一实验对象都有同等的机会抽到实验组或对照组中，除处理因素外其他因素尽可能均衡一致，从而抵消非实验因素的影响。
2、对照原则
（1）组间对照：
指在实验中设立若干平行组，如空白对照（等量的生理盐水）和标准品对照（等量典型药物）。
实验时注意实验组和对照组例数相等。
（2）自身前后对照：
指在同一个体观察给药前后某些指标的变化，或者两种药物一前一后的交叉比较，这样既可减少个体差异，还节约了动物（尤其是大动物），两种药物交叉比较时，间隔时间应参考药物的半衰期。
3、重复原则
即实验过程需多次重复进行。
它包含二个含义，即重复数和重现性。
重复数即动物的个数，统计学上叫"样本数"；重现性即在动物、药品、器材及环境因素等相同条件下，实验结果可靠稳定地重复出来。
实验提示:
学生通过本次实验学习要求熟悉、掌握药理学实验中动物的选择、标记、捉拿、固定以及常用取血、给药、麻醉、处死的方法。
为后续的实验操作打下良好的基础。
实验思考：
如何设计实验可以减少实验误差。
实验二不同给药途径对药物作用的影响
实验目的：
观察不同给药途径对硫酸镁作用的影响。
实验内容：
实验器材、药品和动物的准备
器材：
鼠笼、天平、lml注射器、小鼠灌胃针头。
药品：
15%硫酸镁（含水）溶液。
动物：
小白鼠2只，体重18～22g，雌雄不拘。
实验步骤：
取小鼠2只，分别称重并标记。
一只小鼠腹腔注射15%硫酸镁溶0.1ml/l0g；另一只小鼠用同样剂量的硫酸镁灌胃。
分别将小鼠置小笼中，观察其在15分钟内表现有何区别。
将结果填入下表：
不同给药途径对硫酸镁作用的影响
鼠号体重（g）药量（ml/10g）给药途径给药前表现给药后表现
【注意事项】
1、掌握正确的灌胃操作技术，不要误插气管或插破食管，前者可致窒息，后者可出现如同腹腔注射时的吸收症状，重则死亡。
2、注射后作用发生较快，需留心观察。
实验提示:
不同给药途径，吸收速度有差别，药物反应程度亦有差别。
通过本实验使学生验证理论知识。
实验思考：
给药途径不同时，药物的作用为什么有的会出现质的差异？
实验三药物剂量对药物作用的影响
实验目的：
观察不同剂量戊巴比妥钠对小鼠作用的差异。
实验内容：
实验器材、药品和动物的准备
器材：
鼠笼、粗天平、lml注射器、小鼠灌胃针头。
药品：
0.1%、0.2%、0.4%戊巴比妥钠溶液。
动物：
小白鼠3只，体重18～22g，雌雄不拘。
实验步骤：
取小鼠3只编号并以苦味酸溶液涂毛作不同记号。
分别称其体重及观察小鼠正常活动情况。
各鼠经腹腔注射不同浓度的戊巴比妥钠溶液0.2m1/l0g，分别置于小笼中，密切注意先后出现的反应。
将实验结果记录于下表：
不同剂量戊巴比妥钠对小鼠作用的差异
鼠号体重（g）剂量（ml/10g）潜伏期给药前表现给药后表现1
23
【注意事项】
1、小鼠对戊巴比妥钠可能出现的反应，按由轻到重程度有：
活动增加、呼吸抑制、翻正反射减弱、消失、反射亢进、麻醉、死亡等。
2、比较各鼠所出现反应的严重程度和发生快慢。
实验提示:
同一药物给药剂量不同，药物反应程度亦有差别。
通过本实验使学生验证理论知识和培养学生观察能力。
实验思考：
了解药物的剂量和作用的关系对于进行药理试验和临床用药有何重要意义？
实验四苯巴比妥钠的抗惊厥作用
实验目的：
学习动物惊厥模型的复制方法；观察大剂量尼可刹米的中毒反应；掌握苯巴比妥钠的抗惊厥作用。
实验内容：
实验器材、药品和动物的准备
器材：
鼠笼、粗天平、lml注射器3支、小鼠灌胃针头、大烧杯。
药品：
2.5%尼可刹米，0.5%苯巴比妥钠，生理盐水。
篇二：
药理实验基本操作
实验1药理实验基本操作
1.药理学实验注意事项
安全、值日。
2.试验报告的撰写
实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含：
试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。
3.药理学实验设计的三大原则
重复、随机、对照。
4.药理学实验常用动物简介
4.1常用种类：
小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩等实验动物。
①青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；
②小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的初步筛选试验；
③大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于观察药物的抗炎作用。
大鼠无胆囊，便于通过胆管收集胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物；
④豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药；也常用于药物主动过敏性和被动过敏性试验研究。
⑤新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查；眼用药物的药效学和药动学研究。
⑥猫，血压试验和止咳药物的药效和机制研究等；
⑦犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察药物的致吐和镇吐作用。
犬也是新药进行长期毒性试验的常规动物；
⑧猴和猩猩，高级动物，接近于人类。
常用于观察药物对行为的影响。
新药临床前安全性评价也需要使用猴。
4.2我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类①一级动物（普通动物，cv）：
是实验动物中微生物控制要求最低的动物。
外观健康，未见异常，在开放系统内饲养和繁殖。
空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。
比如市场买入的家鸽、猫等动物。
②二级动物（清洁动物，cl）：
在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。
不带有动物传染病病原体，如小鼠肝炎病毒等。
国外没有这个级别的动物。
比如试验用新西兰兔和豚鼠等。
③三级动物，即无特定病原体动物（spf）：
在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊病原菌，无传染病的健康实验动物。
spf级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障系统中，体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。
现在大鼠和小鼠的常用动物都需要spf级。
④四级动物（无菌动物，gf）：
在隔离系统内饲养和繁殖。
体内外均无任何微生物和寄生虫。
无菌动物来源于无菌剖宫产，然后将幼仔转移到绝对屏障系统--隔离器中，经人工哺育或无菌动物代乳饲养而成。
一般研究肿瘤药物，要用到这个级别的动物。
还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养，人为地将指定的微生物投入无菌动物体内形成的。
级别位于三级和四级之间。
5.基本操作
5.1注射器的使用方法
器材：
注射器1ml、2ml、5ml；针头：
4号、5号、6号。
一般小鼠皮下、腹腔、肌肉注射用5.0-6号针头，静脉注射用4.5号或5号针头，口服灌胃用12号针头；大鼠与兔子用16号针头。
药品：
生理盐水
试验方法：
①安装针头：
选择适宜号数的针头，安装在针管的管嘴上，拧紧，要求针尖斜面与针管刻度面一致。
②吸取药液：
将针尖浸入药液中，左手持针管，右手提抽针芯，缓慢吸取药液至需要量。
③排尽气泡：
将吸入药液的注射器垂直向上，先抽一下针芯，使针头内的药液进入针管，并使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出，直至溢出药液为止。
若遇小气泡不易排出时，可再抽入空气少许，使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然后一并排出（注意：
避免将针头朝着自己或他人，防止液体喷射到人身上）。
④持注射器：
用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。
食指固定在针头与针管接头处；进针后，用食指夹住针管，拇指推动针芯注药。
用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。
无名指固定在针头和针管接头处，食指推动针芯注药。
⑤注意事项：
选择适宜的注射器及针头；
按接针头时须旋转90度；
针头斜面与针管刻度面一致；
排尽气泡；
注射器针头按接处需用食指或无名指固定；
注射器用后须洗净，以防药液污染；
5.2常用动物的捉拿及给药方法
5.2.1性别辨认
雌性小鼠：
肛门与生殖器距离近，有阴道；
雄性小鼠肛门与生殖器距离远，有睾丸。
大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。
5.2.2动物的标记
5.2.3小白鼠
第一、捉拿法：
用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上，并向后拉，趁小鼠用力抓住粗糙面力图向前逃跑时，以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤，食指拉住头部皮肤，翻转鼠体，使腹部向上平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。
或者拇指和食指控制右前肢和头部，其余各指抓住腹部固定。
第二、灌胃给药法：
将小鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，使口腔与食管呈一条直线，右手持小鼠灌胃针，自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内，如插入无阻力、动物安静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液（若遇阻力，可抽出再插，避免穿破食管或误入气管内而致死亡）。
进针长度为灌胃针的二分之一到三分之一。
灌胃体积：
0.1-0.2ml/10g，每只最大量不超过1.0ml。
第三、皮下注射：
通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤，右手持注射针水平刺入皮下，针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射药液。
拔针时旋转出针，以手捏住针刺部位，防治药液外漏。
注射体积：
0.1-0.3ml/10g。
第四、腹腔注射：
左手捉拿动物，将腹部朝上，右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈45度角，一般由左右下腹部刺入（大腿根部连线和横膈肌之间）。
为避免刺破内脏，可将小鼠头部放低，使脏器移向横隔处，勿刺入肝或膀胱。
当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。
注射体积：
0.2ml/10g，每只最大量不超过1.0ml。
5.2.4大白鼠
第一、灌胃：
大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。
灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。
大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。
大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。
大鼠一般灌胃量为0.5-1.0ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。
第二、腹腔注射
腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。
大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合5.5～7号针头。
腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
大鼠腹腔注射的给药容积一般为0.5～10ml/100g。
5.2.5新西兰兔
第一、耳静脉注射：
耳外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。
去毛后可使血管看的更清晰。
左手中指和无名指放在耳下将兔耳垫起，拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头水平经皮下并沿皮下向前推进少许，再刺入血管；
回抽针管有回血，同时注射时无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内即可注射。
注射完毕后，压住针眼，拔出针头，并继续压迫数分钟以防出血。
注射量一般不超过2.0ml/kg。
第二、灌胃给药：
需两人合作
助手就做将兔子躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳、固定头部，右手抓住双前肢、固定前身。
术者将开口器横放在兔子的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把导管经开口器中的小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15-18cm；
导管外口端置于一杯清水中，若无气泡溢出说明确已插入食管，此时可用注射器注入药液，然后用少许清水冲洗导管。
灌胃完毕，应先捏闭导管外口，拔出导管，再取出开口器。
给药量通常为10ml/kg。
5.3动物的处死方法
5.3.1颈椎脱臼法
大、小鼠最常用的处死方法。
用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾，用力稍向后上方一拉，使之颈椎脱日，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。
5.3.2空气栓塞处死
5.3.3急性大失血法
用粗针头一次采取大量心脏血液，可使动物致死。
豚鼠与猴等皆可采用此法。
鼠可采用动、静脉大量放血致死。
狗和猴等在麻醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端用止血钳夹住，插入套管，然后放松近心端的钳子，轻轻压迫胸部，尽可能大量放血致死。
狗也可采用股动脉放血法处死。
硫喷妥钠20～30mg／kg静脉注射，狗则很快入睡，然后暴露股三角区，用利刀在股三角区作一个约10cm的横切口，将股动、静脉全部切断，立即喷出血液，用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块，同时不断用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持通畅，动物3～5min内可致死。
篇三：
实验报告
关于"菊花挥发油gc指纹图谱分析"实验报告
实验组成员：
杨蕊、周钰、曹璐、陈琳、张明宇、顾炳琛
指导教师：
江明珠引言：
菊花是一种常用中药,为菊科植物。
药用菊花在我国栽培历史悠久，形成多个地道产区，产生不同的药材品种-"亳菊"、"滁菊"、"杭菊"与"贡菊"，分别产自安徽省亳州市、滁州市、黄山市及浙江省桐乡市。
市场上流通的主流品种还有河南武陟的"怀菊"，四川中江的"川菊"，河北安国的"祁菊"，山东嘉祥的"济菊"，浙江德清的"德菊"。
其具有散风清热、平肝明目之功效，用于治疗风热感冒、头痛眩晕、目赤肿痛、眼目昏花。
挥发油是菊花抗菌作用的物质基础，其中的樟脑、龙脑则是其发挥抗菌作用的主要成分，具有抑菌、抗肿瘤、平喘、抗炎等作用。
菊花挥发油的化学成分包括脂肪族、单萜、倍半萜及含氧衍生物。
单萜、倍半萜的含氧衍生物多具有较强的生物活性和香气，是医药、化妆品和食品工业的重要原料。
因产地及加工炮制方法的不同，挥发油的成分不同，导致其药效不同。
众多的菊花品种，均作为中药菊花在市场流通，而各品种在药材质量、化学成分和应用上又不相同，各有侧重点。
因此，需要明确这些品种菊花成分差异。
对于道地药材质量控制和鉴别，为中医临床提供优质道地药材，提高临床疗效具有重要意义。
一实验名称：
菊花挥发油gc指纹图谱分析二实验目的：
1菊花挥发油提取
2菊花挥发油气相色谱指纹图谱的建立；3菊花挥发油气相色谱指纹图谱分析及信息挖
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