RNA抽提详细步骤修改版.docx

RNA抽提详细步骤修改版.docx

《RNA抽提详细步骤修改版.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《RNA抽提详细步骤修改版.docx（11页珍藏版）》请在冰点文库上搜索。

RNA抽提详细步骤修改版

第一篇：

RNA抽提详细步骤

RNA抽提指南（TRIZOL法）RNA抽提指南（TRIZOL法）注意事项：

*全程佩戴一次性手套。

皮肤经常带有细菌和霉菌，可能污染RNA的抽提并成为RNA酶的来源。

培养良好的微生物实验操作习惯预防微生物污染。

*使用灭菌的，一次性的塑料器皿和自动吸管抽提RNA，避免使用公共仪器所导致的RNA酶交叉污染。

例如，使用RNA探针的实验室可能用RNA酶A或T1来降低滤纸上的背景，因而某些非一次性的物品（如自动吸管）可能富含RNA酶。

*在TRIZOL中，RNA是隔离在RNA酶污染之外的。

而对样品的后续操作会要求用无RNA酶的非一次性的玻璃器皿或塑料器皿。

玻璃器皿可以在150°C的烘箱中烘烤4小时。

塑料器皿可以在0.5MNaOH中浸泡10分钟，用水彻底漂洗干净后高压灭菌备用。

抽提步骤：

1．匀浆化作用

通过离心来沉淀细胞后，弃上清，用移液管加TRIZOL试剂反复吹打来裂解细胞至均一通亮的液态后，将匀浆样品在15—30°C条件下孵育5分钟以使核蛋白体完全分解。

（每5—10×106的动物细胞，植物或酵母菌细胞或每1×107细菌加1ml的TRIZOL。

在加入TRIZOL前应避免洗涤细胞因为那样会增加mRNA降解的可能性。

）2．分离阶段

每1mlTRIZOL加0.2ml氯仿。

盖紧样品管盖，用手用力摇晃试管15秒并将其在30°C下孵育2—3分钟。

在2—8°C下以不超过12,000×g的离心力高速冷冻离心15分钟。

离心后混合物分成三层：

下层红色的苯酚-氯仿层，中间层，上层无色的水样层。

RNA无一例外地存在于水样层当中。

水样层的容量大约为所加TRIZOL容量的60%3．RNA的沉淀

将水样层转移到一干净的试管中，通过将水样层和异丙醇混合来沉淀RNA。

最初均化时的每1mlTRIZOL对应0.5ml异丙醇。

将混合的样品在15—30°C条件下孵育10分钟并在2—8°C下以不超过12,000×g的离心力高速冷冻离心10分钟。

RNA沉淀在离心前通常不可见，形成一胶状片状沉淀附着于试管壁和管底。

（如果希望分离DNA和蛋白，有机层同样要予以保留。

在除去水样层后，样品中的DNA和蛋白也能相继以沉淀的方式还原。

乙醇沉淀能析出中间层的DNA，在有机层中加入异丙醇能沉淀出蛋白。

共纯化DNA对于样品间标准化RNA的产量十分有用。

）4．RNA的洗脱

移去上层悬液。

用75%的乙醇洗涤RNA沉淀一次，每1ml的TRIZOL至少加1ml的75%乙醇。

旋涡振荡混合样品并在2—8°C下以不超过7,500×g的离心力高速冷冻离心5分钟。

5．RNA的再溶解

在操作的最后，简单干燥RNA沉淀。

尤为重要的是，不能让RNA沉淀完全干燥那样会极大地降低它的可溶性。

部分溶解的RNA样品其A260/280比值<1.6。

用移液管尖分几次移取无RNA酶的水或0.5%SDS溶液来溶解RNA，并在55—60°C下孵育10分钟。

TRIzol法抽提总RNA组织100mg↓

加1mlTRIzol↓匀浆（要彻底，后转至EP管）

（组织匀浆量>100mg时分装1ml/每EP管）↓

颠倒混匀10下，室温5分钟（30°C孵育）↓

加氯仿1/5体积（0.2ml）（必须按总体积的1/5）↓

颠倒混匀15S，室温2-5分钟（30°C孵育）↓

4℃，离心12000g，15分钟↓

转上层水相（约400μl）于另一1.5mlEP管中↓

加等体积异丙醇（约400-500μl），混匀室温10分钟↓

4℃，离心12000g，10分钟（30°C孵育）↓弃上清↓

加冰预冷的75%乙醇（用DEPC水配）1ml↓

4℃离心7500g，5分钟↓

弃上清，空气干燥5-10分钟（不能完全干燥）↓

溶于DEPC水中至20μl（10μl-20μl）（可在55-60℃水中，

1：

在核酸提取时，为了增加细胞的裂解度，增加核蛋白复合体破碎度，以释放更多的游离核酸，在操作中常要用到溶菌酶和蛋白酶K，在确保没有核酸水解酶存在的前提下，酶反应时间越长越好。

2：

有时在使用蛋白酶时，为了抑制核酸水解酶的降解作用，可在蛋白酶缓冲液中用终浓度5mM的EDTA代替NaCL，并且可将反应温度提高到50－60℃，并将反应时间缩短到15－25min，但酶用量必须提高10－20倍。

溶菌酶使用时缓冲液中需加EDTA，因游离金属离子对酶有抑制。

3：

许多植物材料中富含酚，在细胞破碎时，在多酚氧化酶作用下，被氧化成有色的锟类物资，影响核酸的提取及降低提取质量，在提取液中加入PVP和巯基乙醇对降低酚类的干挠可能有所帮助。

PVP将与酚形成复杂的聚合体，在提取时将酚从核酸成分中游离。

且PVP与巯基乙醇作为强还原剂可防止多酚的褐变。

另外作为还原剂的这些成分在一定程度上可抑制核酸水解酶的作用。

4：

许多生物材料在提取核酸时，都会遇到多糖的污染问题，具体表现为有机溶剂沉淀时，沉淀很多，但复溶时，大量沉淀不溶，电泳观察时核酸含量很低。

克服多糖污染可采用以下一些办法

（1）CTAB多次抽提。

（2）在有机溶剂沉淀时先稀释样品浓度（可到10倍左右），对低浓度样品再进行沉淀。

（3）在有机溶剂沉淀时选用异丙醇和5MNaCL作为沉淀溶剂，此时氯化钠的用量可用到1/5-1/2的体积，异丙醇可用到0.6-1的体积。

异丙醇沉淀核酸时，高浓度盐存在将使大量多糖存在在溶液中，从而可达到去多糖的作用。

但高浓度的盐存在会影响核酸的进一步操作，因此必须用乙醇多次洗涤脱盐。

5：

在核酸提取时，酚与氯仿均起到变性的作用。

酚的变性能力强于氯仿，但酚与水有一定的互溶，因此酚抽后，除可能损失部分核酸外，水相中还会残留酚，而酚的存在将对核酸的酶反应产生强的抑制，因此在操作中可单用氯仿作变性剂、也可用酚/氯仿混合变性，也可用单一酚作变性己，但用单一酚后在有机溶剂沉淀时一定要用氯仿从抽提。

6：

在操作中当加入变性剂氯仿后，为了保证核酸样品的完整性，操作要轻，尤其在提DNA时，更要避免剧烈操作。

7：

在沉淀核酸时可用乙醇与异丙醇，乙醇的极性要强于异丙醇，所以一般用2V乙醇沉淀，但在多糖、蛋白含量高时，用异丙醇沉淀可部分克服这种污染，尤其用异丙醇在室温下沉淀对摆脱多糖、杂蛋白污染更为有效。

8：

在提取核酸时，如样品浓度低，则应增加有机溶剂沉淀时间，－70℃下>30min;－20℃过夜将有助于增加核酸的沉淀量。

9：

在核酸提取过程中有机溶剂沉淀后复溶时可加水因此时离子浓度可能较高，而到高度纯化后低温保存时最好复溶于TE缓冲液中，因溶于TE的核酸储藏稳定性要高于水溶液中的核酸。

另外核酸样品保存时要求以高浓度保存，低浓度的核酸样品要比高浓度的更易降解。

10：

核酸提取后可通过PCR、RT－PCR直接扩增出目的基因片断，也可首先构建文库、然后由RACE、dd-PCR等差异显示技术、AFLP等标记技术、差异杂交或文库扣除技术等方法筛选出特异探针，再用此探针从文库中筛选出完整基因。

第二篇：

RNA抽提步骤

RNA抽提步骤DAYone：

1、提前一天灭好工具：

置180度过夜，根据材料的多少准备工具。

研磨棒、研钵、小勺子，必要时一把小镊子，用锡箔纸包住置180度烘箱中。

2、可以取材料于-70度液氮中冻着。

取时就浸在液氮中（也可以当天取材料当天抽RNA）。

DAYtwo:

1、擦拭超净台，放上各量程的枪；关闭玻璃门，打开紫外灯，照射20分钟；关上紫外灯，打开玻璃门释放里面的臭氧；30分钟后开始做。

2、预冷研钵、研磨棒，倒入材料开始研磨（材料一直在液氮中，注意戴手套口罩）。

3、等液氮即将挥发完时，快速用力研磨。

研磨必须充分，然后装在预冷的1.5mldorf管中。

4、加入tri-zol提取液1ml（先500ul再500ul也可以），震荡混匀。

5、静置5分钟，加200ul三氯仿手摇晃15秒，室温下静置2-3分钟。

6、2-8°12000rpm离心15分钟，RNA处于上层约为60%（450ul）。

7、吸上清450ul到另一drof管中，加500ul异丙醇，室温下放10分钟。

8、2-8°12000rpm离心10分钟，弃上清后加1ml75%乙醇，涡旋，2-8°7500rpm5分钟。

9、室温干燥RNA5-10分钟，将RNA溶于20-40ulDEPC水中，-70°保存。

DAYthree:

抽的RNA反转录：

RT-PCR步骤

一、总RNA提取

1.取200mg组织，放到1.5mlEP管中，加入1mlTrizol剪碎。

2.震荡30s。

3.加0.2ml氯仿，剧烈摇动30s，室温3min。

4.12000×g，4℃离心，15min。

5.吸上层无色水相，移入另一EP管中（约0.5ml）。

6.加等体积异丙醇，-20℃，30min。

7.12000×g，4℃离心，10min。

在管底部可见微量RNA沉淀8.弃上清，加75％乙醇1ml，振荡。

9.7500×g，4℃离心，10min。

10.弃上清，用滤纸小心吸取残留液体，室温干燥5－10min。

11.沉淀溶于20μlDEPC水，取1μl加入79μlDEPC水测OD260/OD28012.计算浓度与纯度，－70℃保存。

OD260×40×稀释倍数

二、RNA浓度（μg/μl）＝────────────

1000逆转录合成cDNA反应体系如下

━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━━

MgCl2

2μl

10×RTBuffer

1μl

RNaseFreedH2O

3.75μldNTPMixture（各10mM）

1μl

RNaseInhibitor

0.25μl

AMVReverseTranscriptase

0.5μl

Random9mers

0.5μl

PositiveControlRNA（1μg）

1μl

1、50-100mg样品+1mltri-zol放到1.5mldorf管最关键的一步。

2、室温下混匀静置5分钟，然后加0.2ml氯仿Tri-zol，手摇晃15秒。

室温下静置2-3分钟。

2-8°12000rpm离心15分钟。

RNA处于上层越为60%（450ul）。

3、吸上清450ul到另一drof管中，加500ul异丙醇，室温下放10分钟。

2-8°12000rpm离心10分钟

4、弃上清后加1ml75%乙醇，涡旋，2-8°7500rpm5分钟

5、室温干燥RNA5-10分钟，将RNA溶于20-40ulDEPC水中，-70°保存。

第三篇：

病毒RNA抽提

病毒RNA的抽提

一、器材

移液枪（量程分别为1000μl，200μl，100μl，10μl，2μl各一支）及其对应的枪头，1.5ml离心管及其架子，手套，酒精灯，酒精棉，镊子，打火机，废物小桶，彩色笔，试管架（放枪用的），平皿（用来装废弃液），离心机。

二、试剂

①TRIzolLS，②Reagen，④氯仿，⑤异丙醇，⑥75%乙醇

三、步骤（无菌操作）

1、预备工作

（1）、把以上所有器材（除了离心机外）全部放进无菌操作台紫外线灭菌15-20min。

（2）、待灭菌完后，先把离心机进行4℃预冷（3）、把试剂①和样品放进操作台。

（4）、酒精灭菌：

用镊子夹取酒精棉依次对手、移液枪[1]进行擦拭。

（5）、戴上手套，点燃酒精灯，开始做实验。

2、正式操作

1）用烧过的镊子夹取若干个1.5ml离心管（管口是敞开的）放在架子上；2）装枪头，放在试管架子上；

3）打开试剂①瓶盖，用移液枪移取750μl至离心管，然后吐掉枪，放好枪，再盖好试剂①瓶盖；

4）用移液枪移取250μl样品至离心管中；5）封好离心管口，同时进行标记[2]；

6）剧烈摇动30s，室温静置3min左右；期间及时把试剂①放回4℃冰箱，并把氯仿放到操[3]作台上；

7）待静置后加氯仿200μl，震荡30s，静置3mins（此时可以不用在操作台上静置）；8）离心（4℃，12000g，15mins）

[4]9）在无菌操作台上将上层水相移于另一1.5mL微量离心管中，加等量的异丙醇，充分混匀，4℃下作用至少10mins；10）离心（4℃，10000g，15mins）11）在操作台上弃上清（尽量弃净），再加1mL75%乙醇，轻混；12）离心（4℃，10000g，10mins）

13）在操作台上倒掉液体，并用镊子夹取黄色枪头把管内水珠引流干净[5]，再把管口对向酒精灯进行室温风干至眼见无水珠（约5-10mins），但不能完全干燥；14）若不直接转录就加上11.5μlRNAFree双蒸水，在-20℃保存备用

注意事项：

在整个操作过程中，双手不能置于离心管的正上方防止样品被污染；[1]用酒精棉擦试移液枪时，应从小头到大头擦试，并不能来回擦试；[2]务必保证离心管管口已封实，而标记后彩色笔也要及时盖上笔盖；

[3]当手离开无菌操作台时，应脱掉手套，熄灭酒精灯，关掉日光灯，打开紫外线灯，并关上操作窗；

[4]用刻度为100μl的枪来移取（约4-5次），在操作时应避免戳破中间膜；

[5]用枪头引流时不能来回引流，当在管底引流时应选择靠近离心时中心点的一侧。

第四篇：

RNA抽提注意

对大部分实验人员来说，RNA抽提比基因组DNA抽提要困难得多。

事实上，现有的RNA抽提方法/试剂，如果用于从培养细胞中抽提RNA，比抽提基因组DNA更方便，成功率也更高。

那为什么同样的方法用于组织RNA的抽提，总会碰到问题呢？

组织RNA抽提失败的两大现象是：

RNA降解和组织内杂质的残留。

关于降解问题，首先看一下为什么从培养细胞中抽提RNA不容易降解。

现有的RNA抽提试剂，都含有快速抑制Rnase的成分。

在培养细胞中加入裂解液，简单的混匀，即可使所有的细胞与裂解液充分混匀，细胞被彻底裂解。

细胞被裂解后，裂解液中的有效成分立即抑制住细胞内的Rnase，所以RNA得以保持完整。

也就是说，培养细胞由于很容易迅速与裂解液充分接触，所以其RNA不容易被降解；反过来讲，组织中的RNA之所以容易被降解，是因为组织中的细胞不容易迅速与裂解液充分接触所致。

因此，假定有一种办法，在抑制RNA活性的同时能使组织变成单个细胞，降解问题也就可以彻底解决了。

液氮碾磨就是最有效的这样一种办法。

但是，液氮碾磨方法非常麻烦，如果碰到样品数比较多的时候更加会有此感觉。

这样就产生了退而求其次的方法：

匀浆器。

匀浆器方法没有考虑细胞与裂解液接触前如何抑制Rnase活性这个问题，而是祈祷破碎组织的速度比细胞内的Rnase降解RNA的速度快。

电动匀浆器效果较好，玻璃匀浆器效果较差，但总的来说，匀浆器方法是不能杜绝降解现象的。

因此，如果抽提出现降解，原来用电动匀浆器的，改用液氮碾磨；原来用玻璃匀浆器的，改用电动匀浆器或者直接用液氮碾磨，问题几乎100%能获得解决。

影响后续实验的杂质残留问题，其原因比降解更多样，解决方法响应也不同。

总之，如果出现降解现象或者组织内杂质残留现象，则必须对具体实验材料的抽提方法/试剂进行优化。

优化大可不必使用您的宝贵样品：

可以从市场上购买一些鱼/鸡之类的小动物，取相应部分的材料用于RNA抽提，其它部分用于抽提蛋白质–用嘴碾磨，肠胃抽提。

究竟怎样才能确保RNA抽提的成功率呢？

实验前选择合适的方法/试剂，这是最重要的一步；好的方法/试剂在确保成功的同时，操作方便，经济实用。

当然，您的选择可能仍然有问题，这就需要能正确分析实验失败的原因，以便改进。

（gotop）实验前方法/试剂的选择

0：

抽提RNA的目的

RNA用于不同的后续实验，其质量要求不尽相同。

cDNA文库构建要求RNA完整而无酶反应抑制物残留；Northern对RNA完整性要求较高，对酶反应抑制物残留要求较低；RT-PCR对RNA完整性要求不太高，但对酶反应抑制物残留要求严格。

投入决定产出；每次都以获得最高纯度的RNA为目的，劳民伤财。

1：

样品的收集/保存–影响降解的因素

样品离开活体/或者原来的生长环境后，样品中的内源酶即会开始降解RNA，降解速度与内源酶含量及温度有关。

传统上，只有两个办法可以彻底抑制内源酶活性：

立即加入裂解液并且彻底而迅速地匀浆；切成小块后立即投入液氮冷冻。

这两个办法都要求操作快速。

后者适合所有的样品，而前者只适合细胞及内源酶含量较低的并且较容易匀浆的组织。

具体地讲，植物组织，肝脏，胸腺，胰腺，脾脏，脑，脂肪，肌肉组织等最好都先用液氮冷冻起来，再往下做。

2：

样品的破碎及匀浆–影响降解和得率的因素

样品的破碎是为了彻底匀浆，匀浆是为了使RNA彻底完整地释放出来。

细胞无须破碎即可直接匀浆，组织需要破碎后才能匀浆，酵母菌和细菌需要先用相应的酶破壁后才能匀浆。

内源酶含量较低并且较容易匀浆的组织可以在裂解液中通过匀浆器一次完成破碎和匀浆过程；植物组织，肝脏，胸腺，胰腺，脾脏，脑，脂肪，肌肉组织等样品，它们不是内源酶含量高，就是不容易匀浆，所以必须将组织的破碎和匀浆分开操作。

最可靠而且得率最高的破碎方法是使用液氮的碾磨，最可靠的匀浆方法是使用电动匀浆器。

使用液氮碾磨要特别注意一点：

在整个碾磨过程中，样品不得融化，因为冷冻后内源酶更容易起作用。

3：

裂解液的选择–影响操作方便程度，内源杂质残留的因素

常用的裂解液几乎都能抑制Rnase活性，因此，选择裂解液的重点是要结合纯化方法一起考虑。

只有一个例外：

高内源酶含量的样品建议使用含苯酚的裂解液，以增加灭活内源酶的能力。

4：

纯化方法的选择–影响内源杂质残留。

抽提速度的因素

对于干净的样品，如细胞，手边的几乎任何纯化方法都可以获得满意的结果。

但对于许多其它样品，尤其是植物，肝脏，细菌等杂质含量很高的样品，选择合适的纯化方法是至关重要的。

柱离心式纯化方法抽提速度快，能有效去除影响RNA后续酶反应的杂质，但价格较贵；使用经济而经典的纯化方法，如LiCl沉淀等，也可以获得满意的结果，但操作时间长。

（gotop）问题解答（外源性污染导致的问题不在本解答考虑中。

防止外源性污染的办法见‘Rnase污染的10大来源’）

RNA的降解

理论上28S:

18S=2.7:

1，实践中达到该比值几乎没有可能，并且没有必要。

降解的标志是：

28S:

18S<1。

下面是最常见的导致RNA降解的原因及正确的做法：

新鲜细胞：

如果试剂没有问题，外源性污染也可以排除的话，降解几乎都来自裂解液的用量不足。

如果将裂解液直接加入培养皿中裂解细胞的话，一定要使裂解液能盖住细胞。

新鲜组织：

某些富含内源酶的样品（如肝脏，胸腺等），即使使用电动匀浆器匀浆也不能避免RNA的降解。

更可靠的方法是：

在液氮条件下将组织碾碎，并且匀浆时使用更多裂解液。

这些样品使用玻璃匀浆器匀浆更不可靠。

冷冻样品：

样品取材后应立即置于液氮中速冻，然后可以移至–70C冰箱保存。

样品要相对小一点。

样品决不能不经液氮速冻而直接保存于–70C冰箱中。

冷冻样品，即使是冷冻细胞，如果不在液氮条件下碾磨碎，而直接加入裂解液中匀浆，RNA比新鲜样品更容易降解。

样品在与裂解液充分接触前决不能出现融化，所以碾磨用具必须预冷，在碾磨过程中要及时补充液氮。

样品碾碎后，在液氮刚刚挥发完时，将样品迅速转移到含裂解液的容器中，立即混匀匀浆。

A260/A280比值低

蛋白质污染：

确保不要吸入中间层及有机项。

减少起始样品量，确保裂解完全、彻底。

加入氯仿后首先要使劲混匀，并且离心分层的离心力和时间要足够。

解决办法是用PCI重新抽提一次，再沉淀，溶解。

苯酚残留：

确保不要吸入中间层及有机项。

加入氯仿后首先要使劲混匀，并且离心分层的离心力和时间要足够。

解决办法是再沉淀一次后，溶解。

设备限制：

测定A260及A280数值时，要使A260读数在0.100.50之间。

此范围线性最好。

奇怪的电泳带型

非变性电泳：

上样量超过3ug，电压超过6V/cm，电泳缓冲液时间太长，均可能导致28S和18S条带分不开。

使用2ug上样量，电压小于6V/cm，使用新鲜的电泳缓冲液并且频繁混匀两极的缓冲液，是获得好的电泳结果的前提。

（以DNA标准为参照，28S和18S分别位于2.0kb和0.9kb左右。

）

变性电泳条带变淡：

EB与单链的结合能力要差一些，故同样的上样量，变性电泳比非变性电泳要淡一些。

另外的可能是甲醛的质量不高。

下游实验效果不佳

RNA降解：

见上面。

抽提试剂的残留：

加入氯仿后首先要使劲混匀，并且离心分层的离心力和时间要足够。

75%乙醇洗涤时，一定要使核酸沉淀悬浮起来。

更好的是使用两次洗涤，并且在倒掉第二次洗涤液后，再将离心管放入离心机中，离心数秒后，用移液器将残留的乙醇小心吸掉。

样品中杂质的残留：

从富含多糖等杂质的样品中抽提RNA时，多糖往往同核酸一起被沉淀下来。

用水溶解核酸时，发现有一些粉末状不溶物，往往就是多糖。

高速离心后，将上清移入另外一个离心管中，再次沉淀核酸，可以减少这些杂质。

更好的是使用有针对性的纯化方法。

DNA污染：

在RNA抽提操作中，少量DNA的污染是正常的，且对大部分下游实验没有大的影响。

降低样品起始量或者增加溶液使用量，能将DNA的污染降低到电泳看不见的水平。

能够彻底去除污染DNA的方法只有用RNase-Free的DNaseI消化抽提的RNA。

残留的DNA是否影响后续实验，可以用下面的实验检测：

以抽提好的RNA做模板进行PCR扩增：

如果不出现目的条带，DNA的残留无须去除，否则要使用DnaseI消化，或者重新试剂引物

第五篇：

RNA抽提知识

RNA抽提

1：

RNA抽提原理

简单地讲，RNA抽提包含样品的裂解和纯化两大步骤。

裂解是使样品中的RNA游离在裂解体系中的过程，纯化则是使RNA与裂解体系中的其它成分，如DNA、蛋白质、盐及其它杂质彻底分离的过程。

Trizol试剂的出现基本能解决绝大部分样品RNA抽提，该方法已经成为了RNA抽提的主流。

2：

了解你的实验样品

如果你研究某个实验样品，并且要抽提它的RNA，以下的信息一定要先行收集：

该样品的RNA含量、酶含量、特殊杂质含量。

如果你对样品的特点一无所知，当样品稍微有一点复杂时，抽提RNA的实验就会碰到许多问题。

以血液为例，如果你不知道鸟的血液中有核细胞的含量是人血的千倍左右，而使用人血一样的起始量去抽提鸟血的基因组DNA，怎么可能成功？

失败了又怎么知道原因所在？

同时，只有对实验样品有所了解，才能正确选择抽提方法。

但同时提醒的是：

没有信息是可怕的，更可怕的是将错误的信息当真的了。

3：

实验样品量的取用

样品与Trizol的比例。

这个问题非常重要，应该获得足够的重视。

Trizol的Protocol，提供了一个简单的比例，1ml裂解液可以用于50-100mg组织或5-10X106个细胞；我的建议是，样品量绝对要小于资料所提供的。

起始样品用多大，并没有具体的说法。

如果不是样品量有限，则以能抽提出满足数次成功实验所需的RNA，作为决定样品起始量的基础，会比较合理的。

不要因为1ml裂解液可以抽提100mg样品，就一定使用100mg样品