动物生理学实验.docx
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动物生理学实验
动物生理学实验
1.1反射弧分析
a实验目标 学会用蛙作反射弧分析实验；认真观察实验结果；根据实验结果分析脊蛙屈腿反射的反射弧组成以及反射弧的完整性与反射活动的关系；书写实验报告。
实验原理 在中枢神经系统参与下，机体对刺激所产生的规律性反应称为反射。
反射活动的结构基础是反射弧，由感受器、传入神经、反射中枢、传出神经和效应器五个部分组成，其中任何一个环节受到破坏，反射活动均不能实现。
实验用品 蛙或蟾蜍、蛙类解剖器材一套、铁支架和双凹夹、肌夹、小烧杯、培养皿、滤纸片、药用棉球、0.5%和1.0%H2SO4溶液等。
实验步骤和观察项目
1.制备脊蛙 用粗剪刀横向伸入口腔，在鼓膜后缘剪去颅脑部，用棉球压迫创面止血。
用肌夹将蛙下颌夹住，挂在铁支架上（实验图-1）。
2.检查右侧屈腿反射 待蛙四肢松软后，用盛在培养皿中的0.5%H2SO4溶液刺激蛙右后肢足趾皮肤，观察有无屈腿反射，然后用小烧杯盛清水洗去足趾上的硫酸溶液。
3.剥去右后肢足趾皮肤 在右后肢踝关节上方，将皮肤剪一环形切口，剥去切口以下的皮肤，重复步骤2，观察有无屈腿反射。
4.检查左侧屈腿反射 用0.5%H2SO4溶液刺激左后肢足趾皮肤，观察有无屈腿反射。
5.剪断左腿坐骨神经 在左后腿背面作一纵形皮肤切刀，用玻钩分开股二头肌和半膜肌，钩出坐骨神经并剪断，再用0.5%H2SO4溶液刺激该腿足趾皮肤，观察有无屈腿反射。
6.检查搔扒反射 用1%H2SO4溶液浸泡的滤纸片贴在蛙胸腹部皮肤上，观察有无搔扒反射出现。
7.破坏脊髓 用探针插入脊蛙椎管，捣毁脊髓，重复步骤6，观察有无搔扒反射。
注意事项
1.蛙足趾每次浸入硫酸溶液的深度要一致；每项实骤结果观察完毕后均应立即用清水洗去硫酸，并用纱布拭干。
2.注意剪断坐骨神经的高位分支和剥干净足趾的皮肤，以免影响实验效果。
1.2去一侧小脑动物观察
实验目标 通过观察小白鼠一侧小脑被破坏后所出现的肌紧张失调和平衡功能障碍，讨论小脑对躯体运动的调节功能。
实验原理 小脑与大脑、丘脑、脑干网状结构、脊髓等处有广泛而复杂的纤维联系，是锥体外系的重要组成部分，具有维持身体平衡、调节肌肉紧张和协调随意运动等重要功能。
因此，当损伤小白鼠一侧小脑后，将引起肌紧张失调和平衡功能障碍。
实验用品 小鼠，剪刀，手术刀，探针，烧杯（200ml），乙醚，棉球。
实验步骤和观察项目
1.取小鼠1只，在实验台上观察其正常活动情况。
然后将小鼠罩于烧杯内，同时放入一浸透乙醚的棉球。
待出现麻醉现象时立即取出。
2.剪去小鼠颅顶部的毛，沿头颅正中线剪开头皮，直达耳后部。
以左手拇、食二指捏住其头部两侧，右手持棉球将顶间骨上的一层薄肌向后推压分离，尽量使顶间骨暴露出来。
通过半透明的颅骨即可看到小脑。
3.在远离中线处，用探针在顶间骨的一侧穿透颅骨，进针约3mm（实验图-21），搅动破坏一侧小脑后出针，用棉球按压止血。
实验图-21 穿刺损伤小脑部位示意图
4.待小鼠清醒后，注意观察其姿势是否平衡，活动有何异常，比较两侧肢体的屈伸和肌张力有何变化。
可见其向一侧旋转或翻滚，如损伤较轻，小鼠向健侧旋转；当损伤较重时，则向损伤侧翻滚。
注意事项
1.麻醉不宜过深，麻醉过程中要密切观察小鼠的呼吸运动。
小鼠如在手术过程中苏醒挣扎，可用装有乙醚棉球的试管套在其嘴上追加麻醉。
2.破坏小脑时以选用9号注射针头为宜。
要垂直进针，深度适宜，刺入太深损伤中脑，刺入太浅无破坏作用。
1.3红细胞渗透脆性的测定
目的：
测定正常动物的红细胞渗透脆性。
原理：
将血液滴入不同浓度的低渗盐溶液中，可以检查红细胞膜对于低渗透压的抵抗力。
开始出现溶血现象的低渗盐溶液浓度，为该血液红细胞的最小抵抗力；开始全部溶血的低渗溶液浓度，为该血液红细胞的最大抵抗力。
对低渗盐溶液的抵抗力小表示红细胞脆性高，反之表示脆性低。
前者代表红细胞的最大脆性，后者代表红细胞的最小脆性。
实验对象：
各种动物的抗凝血。
实验器材和药品试管架、小试管、1—2毫升注射器、5＃－8＃注射针头、1%Nacl溶液、蒸馏水、1—2毫升吸管。
实验步骤：
1、制备各种低渗盐溶液取小试管10支，排列在试管架上，作好编号。
参照表所示，向各试管内加入1%Nacl溶液，从第一管加入1.4毫升递减到第10管0.5毫升。
再向各试管添加蒸馏水，从第一管加入0.6毫升递增至第10管1.5毫升。
这样便制成不同浓度的低渗盐溶液，浓度从0.70%直至0.25%，共10种浓度，每管溶液均为2.0毫升。
试管
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1%Nacl
（ml）
1.40
0.30
1.20
1.10
1.00
0.90
0.80
0.70
0.60
0.50
蒸馏水（ml）
0.60
0.70
0.80
0.90
1.00
1.10
1.20
1.30
1.40
1.50
Nacl浓度（%）
0.70
0.65
0.60
0.55
0.50
0.45
0.40
0.35
0.30
0.25
2、用注射器抽取被检家畜血液1毫升，向每一试管内注入一滴血液，将各试管中盐溶液与血液充分混匀，在室温下放置1小时，然后根据混合液的色调进行观察。
所出现的现象可分为下列三种。
（1）小试管内液体完全变成透明红色，说明红细胞完全溶解，称为完全溶血。
引起红细胞刚能全部溶解的盐溶液的浓度，即为红细胞的最大抵抗力（表示红细胞的脆性最小）。
（2）小试管内液体下层为浑浊红色，表明有未溶解的红细胞，而上层出现透明红色，表明部分红细胞被破坏和溶解，称为不完全溶血。
开始出现部分溶血的盐溶液浓度，既为红细胞的最小抵抗（表示红细胞的脆性最大）。
（3）小试管内液体下层为浑浊红色，上层为无色或极淡红色的液体，说明红细胞没有溶解。
3、记录被检动物的编号和红细胞脆性范围（既开始溶血时的盐水浓度与完全溶血时的盐水浓度）。
提示与提问
1、正常红细胞放置与血浆渗透压相等的溶液中能保持正常的形态和机能。
如果放入高渗或低渗溶液中，则发生什么变化？
2、红细胞的渗透脆性大小表明什么问题？
2.1蛙坐骨神经-腓肠肌标本制备
[实验目的]
学习生理学实验基本的组织分离技术；
学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法；
了解刺激的种类。
[实验原理]
蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似，若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。
若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神经和肌肉产生了一次兴奋。
在生理学实验中常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性；刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等，制备坐骨神经腓肠肌标本是生理学实验的一项基本操作技术。
[实验对象]
蟾蜍或蛙
[实验药品]
任氏液、食盐、1%H2SO4滤纸
[仪器与器械]
普通剪刀、手术剪、眼科镊（或尖头无齿镊）、金属探针（解剖针）、玻璃分针、蛙板（或玻璃板）、蛙钉、细线、培养皿、滴管、锌铜弓（或电子刺激器）、酒精灯。
[实验方法与步骤]
1.破坏脑、脊髓取蟾蜍一只，用自来水冲洗干净（勿用手搓）。
左手握住蟾蜍，使其背部向上，用大拇指或食指使头前俯（以头颅后缘稍稍拱起为宜）。
右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管（图5.1-1）。
然后将探针改向前刺入颅腔内，左右搅动探针2～3次，捣毁脑组织。
如果探针在颅腔内，应有碰及颅底骨的感觉。
再将探针退回至枕骨大孔，使针尖转向尾端，捻动探针使其刺入椎管，捣毁脊髓。
此时应注意将脊柱保持平直。
针进入椎管的感觉是，进针时有一定的阻力，而且随着进针蟾蜍出现下肢僵直或尿失禁现象。
若脑和脊髓破坏完全，蟾蜍下颌呼吸运动消失,四肢完全松软，失去一切反射活动。
此时可将探针反向捻动，退出椎管。
如蟾蜍仍有反射活动，表示脑和脊髓破坏不彻底，应重新破坏。
2.剪除躯干上部、皮肤及内脏用左手捏住蟾蜍的脊柱，右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断，然后左手握住蟾蜍的后肢，紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去（注意避开坐骨神经）,并剪去肛门周围的皮肤，留下脊柱和后肢。
3.剥皮一只手捏住脊柱的断端（注意不要捏住脊柱两侧的神经），另一只手捏住其皮肤的边缘,向下剥去全部后肢的皮肤（图5.1-2）。
将标本放在干净的任氏液中。
将手及使用过的探针、剪刀全部冲洗干净。
4.分离两腿用鑷子取出标本,左手捏住脊柱断端,使标本背面朝上，右手用粗剪刀剪去突出的骶骨（也可不进行此步）。
然后将脊柱腹侧向上，左手的两个手指捏住脊柱断端的横突，另一手指将两后肢担起，形成一个平面。
此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半（注意，勿伤坐骨神经）。
将一半后肢标本置于盛有任氏液中备用,另一半放在蛙板上进行下列操作。
5.辩认蛙后肢的主要肌肉，蛙类的坐骨神经是由第7、8、9对脊神经从相对应的椎间孔穿出汇合而成，行走于脊柱的两侧，到尾端（肛门处）绕过坐骨联合，到达后肢背侧，行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，到达膝关节腘窝处有分支进入腓肠肌（图5.1-3）。
6.游离坐骨神经和腓肠肌用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。
先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经,然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝，但不要伤及神经，其分支待以后用手术剪剪断。
同样用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。
7.剪去其它不用的组织操作从脊柱向小腿方向进行。
（1）剪去多余的脊柱和肌肉将后肢标本腹面向上，将坐骨神经连同2～3节脊椎用粗剪刀从脊柱上剪下来。
再将标本背面向上，用镊子轻轻提起脊椎，自上而下剪去支配腓肠肌以外的神经分支，直至腘窝（图5.1-4（A）），并搭放在腓肠肌上。
沿膝关节剪去股骨周围的肌肉，并将股骨刮净，用粗剪刀剪去股骨上端的1/3（保留2/3），制成坐骨神经-小腿的标本。
（2）完成坐骨神经腓肠肌标本将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下，提起腓肠肌的结扎
线剪断跟腱。
用粗剪剪去膝关节以下部位，便制成了坐骨神经-腓肠肌标本（图5.1-4（B））。
8.检验标本用沾有任氏液的锌铜弓触及一下（或电刺激刺激）坐骨神经或用鑷子夹持坐骨神经中枢端,如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。
标本浸入盛有任氏液的培养皿中备用。
然后再依次用热玻棒、食盐（或1%H2SO4滤纸）刺激坐骨神经中枢端（或肌肉），观察肌肉收缩有何变化?
如果放上食盐肌肉无动静,用任氏液将盐冲洗掉,再观察冲洗过程中肌肉收缩有何变化?
[注意事项]
1.避免蟾蜍体表毒液和血液污染标本，压挤、损伤和用力牵拉标本，不可用金属器械触碰神经干。
2.在操作过程中，应给神经和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性。
3.标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟,使标本兴奋性稳定,再开始实验效果会较好。
4.热玻棒的温度防止过高,以免烫伤标本。
[思考题]
1.用用各种刺激检验标本兴奋性时，为什么要从中枢端开始？
2.刺激有几种形式?
如何解释对食盐的不同处理对肌肉收缩的影响?
2.2刺激强度对肌肉收缩的影响
[实验目的]
学习神经-肌肉实验的电刺激方法和记录肌肉收缩的方法。
观察刺激强度与肌肉收缩之间的关系；掌握阈刺激、阈下刺激、阈上刺激、最大（最适）刺激等概念。
[实验原理]
对于单根神经纤维或肌纤维来说，对刺激的反应具有“全或无”的特性。
神经-肌肉标本是由许多兴奋性不同的神经纤维（细胞）-肌纤维（细胞）组成，在保持足够的刺激时间（脉冲波宽）不变时，刺激强度过小，不能引起任何反应；随着刺激强度增加到某一定值，可引起少数兴奋性较高的运动单位兴奋，引起少数肌纤维收缩，表现出较小的张力变化。
该刺激强度为阈强度，具有阈强度的刺激叫阈刺激。
此后随着刺激强度的继续增加，会有较多的运动单位兴奋，肌肉收缩幅度、产生的张力也不断增加，此时的刺激均称为阈上刺激。
但当刺激强度增大到某一临界值时，所有的运动单位都被兴奋，引起肌肉最大幅度的收缩，产生的张力也最大，此后再增加刺激强度，不会再引起反应的继续增加。
可引起神经、肌肉最大反应的最小刺激强度为最适刺激强度，该刺激叫最大刺激或最适刺激。
[实验对象]
蟾蜍或蛙
[实验药品]
任氏液、
[仪器与器材]
肌槽、张力换能器（50～100g）、LMB-2B二导生理纪录仪、刺激器或计算机生物信号采集处理系统；普通剪刀、手术剪、眼科镊（或尖头无齿镊）、金属探针（解剖针）、玻璃分针、蛙板（或玻璃板）、蛙钉、细线、培养皿、滴管、双凹夹。
[实验方法与步骤]
1.坐骨神经腓肠肌标本的制备：
方法有两种，其一制做成离体的坐骨神经-腓肠肌标本，见实验5.1（标本的制备）。
其二制做成在体的坐骨神经-腓肠肌标本:
（1）另取一只蟾蜍,洗净,按操作程序破坏脑和脊髓。
（2）剥离一侧下肢自大腿根部起的全部皮肤，然后将蟾蜍腹位固定于蛙板上。
（3）于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经游离，并在神经下穿线备用，然后分离腓肠肌的跟腱穿线结扎，连同结扎线将跟腱剪下，一直将腓肠肌分离到膝关节。
（4）在膝关节旁钉蛙钉，以固定住膝关节。
至此在体标本制备完毕。
2.仪器及标本的连结，有两种连结方式（图5.2-1）：
（1）对于离体标本：
将肌槽、张力换能器均用双凹夹固定于支架上；标本的股骨残端插入肌槽的小孔内并固定之；腓肠肌跟腱上的连线连于张力换能器的应变片上（暂不要将线拉紧）。
夹住脊椎骨碎片将坐骨神经轻轻平搭在肌槽的刺激电极上。
（2）对于在体标本：
可将腓肠肌跟腱上的连线连于张力换能器的应变片上（暂不要将线拉紧）；将穿有线的坐骨神经轻轻提起,放在保护电极上,并保证神经与电极接触良好。
调整换能器的高低，使肌肉处于自然拉长的状态（不宜过紧，但也不要太松）。
然后可进行实验项目。
若是使用二导生理记录仪进行记录，则将张力换能器的输出插头插入二导生理记录仪的FD-2的输入插孔；刺激器的输出导线与（肌槽的）电极相连。
若是使用计算机生物信号采集处理系统进行实验，则将张力换能器的输出插头插入该系统的一个信号输入通道插座（如CH1）；电极的插头插入该系统的刺激输出插孔。
打开计算机,启动生物信号采集处理系统，进入“刺激强度对骨骼肌收缩的影响”实验菜单。
3.使用单脉冲刺激方式,波宽调至并固定在1ms，刺激强度从零开始逐渐增大；首先找到能引起肌肉收缩的最小强度，该强度即是阈强度。
描记速度要求每刺激一次神经，都应在记录纸或屏幕上记录（或显示）一次收缩曲线（应为一短线）。
4.将刺激强度逐渐增大，观察肌肉收缩幅度是否随着增加，记下的收缩曲线幅度是否也随之升高？
5.继续增大刺激强度，直至连续3～4个肌肉收缩曲线的幅度不再随刺激增高为止，读出刚刚引起最大收缩的刺激强度，即为最适刺激强度。
[注意事项]
1.刺激之后必须让标本休息一段时间，约0.5～1min。
实验过程中标本的兴奋性会发生改变，因此还要抓紧时间进行实验。
2.整个实验过程中要不断给标本滴加任氏液,防止标本干燥，保持其兴奋性。
[可能出现的问题与解释]
（1）未能找出最大刺激。
虽已调至刺激器的最大刺激强度,但经液体介质短路后输出,强度有所降低,对刺激的神经仍不能达到最大刺激强度,此时可增大刺激波宽。
（2）单收缩曲线忽高忽低。
标本在任氏液中浸泡的时间不够,兴奋性不稳定；肌槽上液体堆积过多，造成短路使刺激强度不稳。
（3）标本发生不规则收缩或痉挛。
肌槽不干净,留有刺激物（如盐渍）；周围环境有干扰；仪器接地不良或人体感应带电，接触潮湿台面或支架等。
[实验结果]
1.标记“刺激强度与肌肉收缩张力之间的关系”曲线，剪辑、粘贴（或打印）。
2.骨骼肌收缩包括收缩和舒张两个时期，可测量的值有：
峰值（最大值）、张力增量（发展张力）、收缩期和舒张2/2间期（图5.2-3）。
本实验要求统计全班各组的结果以平均值±标准差表示，并绘制不同刺激强度与腓肠肌收缩张力增量的关系曲线。
2.3神经干动作电位的测定
【目的要求】
1.学习电生理实验方法。
2.观察蛙坐骨神经干复合动作电位的波形，并了解其产生的基本原理。
【基本原理】
神经干在受到有效刺激后，可以产生动作电位，标志着神经发生兴奋。
如果在神经干另一端引导传来的兴奋冲动，可以引导出双相的动作电位，如果在两个引导电极之间将神经麻醉或损坏，则引导出的动作电位即为单相动作电位。
神经细胞的动作电位是以“全或无"方式产生的。
坐骨神经干是以由很多不同类型的神经纤维组成的，所以，神经干的动作电位是复合动作电位。
复合动作电位的幅值在一定刺激强度下是随刺激强度的变化而变化的。
【动物与器材】
蟾蜍或蛙、常用手术器械、计算机采集系统、神经屏蔽盒、任氏液。
【方法与步骤】
1.制备蛙或蟾蜍坐骨神经干标本。
2.将蛙的坐骨神经干标本置于屏蔽盒内的电极上，神经干的中枢端置于刺激电极一侧，从末梢端引导动作电位。
3.实验观察与记录
（1）神经干兴奋阈值的测定
刺激强度从0.1V开始，逐渐增加刺激强度，当刚刚出现动作电位时的刺激强度，即为神经干的兴奋阈值。
（2）双相动作电位
在刺激阈值的基础上逐渐加大刺激强度，可见动作电位的图形为双相，而且其幅值随刺激强度增大而加大。
当刺激增加到一定强度时，可见动作电位的幅值不再增大。
（3）动作电位参数的测量
用鼠标点击“快捷工具栏”的“观察”，移动鼠标，测出动作电位的一系列参数。
（4）单相动作电位
在两个引导点击之间损伤神经干标本，可使原来的双相动作电位的下相小时，变为单相；注意上相动作电位的图形有什么变化。
【注意事项】
a）实验过程中注意保持标本的活性良好，经常用任氏液湿润之。
b）如果在显示窗上发现动作电位图形倒置，将引导电极位置交换即可。
【思考题】
a）神经干的动作电位图形为什么不是“全或无”的？
b）你测出来的神经干复合动作电位幅值和图形为什么与细胞内记录的不一样？
c）神经干的动作电位为什么总是双相的？
在两个引导电极之间损伤标本后，为什么动作电位变为单相？
单相（上相）的动作电位形状与双相（有下相）时有何不同？
为什么？
d）神经干动作电位的上、下相图形的幅值和波形宽度为什么不对称？
e）如果将神经干标本的末梢端置于刺激电极一侧，从中枢端引导动作电位，图形将发生什么样的变化？
为什么？
f）如果改变两个引导电极之间的距离，观察双相动作电位的图形会有什么变化？
试解释为什么？
g）如果将引导电极距离刺激电极更远一些，动作电位的幅值会便小，这是兴奋传导的衰减吗？
试解释原因。
3.1呼吸运动的调节
目的：
学习动物呼吸运动的记录方法，观察缺氧或二氧化碳过多等因素对呼吸的影响。
原理正常哺乳动物的呼吸运动能够有节律进行，并能适应机体代谢的需要，是由于机体神经和体液调节所致。
体内外各种刺激，作用于中枢或外周的呼吸感受器，反射性地影响呼吸运动。
实验动物：
家兔。
实验器材和药品手术台、哺乳动物手术器械一套、CO2发生器、40%酒精、生理盐水、呼吸换能器、二道生理记录仪、或CPRS生理记录系统。
实验步骤
1、麻醉：
称重后从耳缘静脉注射40%酒精，每公斤体重5—7毫升。
2、固定：
麻醉后，背位固定于兔手术台上，剪去颈、腹部的毛。
3、手术：
沿兔颈部正中切开皮肤4—5厘米，用止血钳向下钝性分离，分离皮下结缔组织，暴露气管，在气管下穿一棉线，于2--3气管环处作一“T”字型切口，插入气管插管，以棉线固定。
分离出两侧迷走神经，穿线备用。
手术完毕后，用温热的生理盐水纱布盖于伤口。
观察项目
1、安装好记录装置，描记一段麻醉情况下呼吸运动曲线作对照，注意呼吸与曲线的关系。
2、吸入气中CO2浓度增加对呼吸运动的影响。
将气管插管的开口端与CO2气袋上的橡皮口相接，打开气袋上旋钮，使一部分CO2冲入气管插管内，观察呼吸运动的变化。
3、缺氧刺激对呼吸运动的影响。
用止血钳闭塞气管插管上的橡皮管约5---10秒钟，呼吸运动有何变化？
4、切断迷走神经对呼吸运动的影响。
先切断一侧迷走神经，观察呼吸运动的变化；再切断另一侧迷走神经，对比观察切断迷走神经前后的呼吸频率和深度的变化。
5、刺激迷走神经的向中端对呼吸运动的影响。
以中等强度的连续电脉冲刺激迷走神经的向中端，观察刺激期间的效应。
通过4、5两项实验，分析迷走神经中的传入冲动对呼吸运动的影响。
提示与试问
1、迷走神经是肺牵张反射的传入神经，为什么切断两侧迷走神经后，呼吸加深变慢，但仍有节律？
2、刺激迷走神经离中端，呼吸有无变化，为什么?
3.2胸内压测定
目的：
通过本实验证明胸内负压的存在，观察呼吸过程中胸内负压的变化，了解胸内负压产生的原理及其意义。
原理：
胸膜腔内的压力通常低于大气压，其数值随呼吸运动及呼吸深度的变化而变化。
当胸膜腔的密闭性被破坏后，胸内负压消失，肺组织则萎缩。
实验动物：
家兔
实验器材：
手术台、手术器械、玻璃分针、线、气管套管、胸腔插管、胶管、水检压计、水合氯醛、注射器、注射针头、铁支架、双凹夹等。
方法与步骤：
1．将兔麻醉后背位固定在手术台上，插入气管套管。
2．将胸腔插管通过胶管与水检压计相连。
3．剪去胸部右侧的被毛，于4-5肋间或倒数8-9肋间（兔共有12对肋骨）用胸腔插管插入胸膜腔内，缓慢调整插管的方向与深度，直到水检压计的液面随呼吸运动而上下移动。
4．观察U形检压计两侧液面在插管插入胸膜腔前后的变化（哪一侧上升，哪一侧下降？
）。
5．观察并记录吸气和呼气时胸内压的数值。
6．将气管套管的出口稍加阻塞，使之呼吸困难，观察胸内压的变化。
7．拔出胸腔插管，用止血钳夹住气管，用粗剪刀剪破胸腔，观察肺的形状与大小；取下止血钳，观察肺的形状与大小有何变化？
3.3血压计的使用
实验目标 说明血压计的主要结构；初步学会间接测量人体动脉血压的方法；能准确测量出人体肱动脉的收缩压与舒张压。
实验原理 测量人体动脉血压最常用的方法是间接测量上臂肱动脉的血压。
即用血压计的袖带在肱动脉外加压，根据血管音的变化来测量血压。
通常血液在血管内连续流动时没有声音。
当将空气打入缠绕于上臂的袖带内，使其压力超过收缩压时，便可完全阻断肱动脉内的血流，此时，用听诊器在其远端听不见声音，如缓慢放气以逐渐降低袖带内压力，当外加压力稍低于肱动脉收缩压而高于舒张压时，血液可断续流过被压血管，形成涡流而发出声音，所听见的第一声作为收缩压值。
继续放气，当袖带内压力刚低于舒张压时，血管内的血流由断续变为连续，声音突然由强变弱或消失，此时的外加压力作为舒张压值。
实验用品 血压计、听诊器。
实验步骤
1.熟悉血压计的结构血压计由检压计、袖带和气球三部分组成。
检压计是一根标有刻度的玻璃管，上端与大气相通，下端与水银槽相通。
袖带是长方形橡皮袋，外包一布袋，借助两根橡皮管分别与检压计的水银槽及气球相连。
气球是一个带有螺丝帽的球状橡皮囊，供充气和放气用。
2.测量动脉血压的方法
（1）受检者脱去一臂衣袖，静坐5分钟。
（2）松开血压计橡皮球的螺丝帽，驱净袖带内的气体后再旋紧螺丝帽。
（3）受检者前臂平放在桌上，掌心向上，使前臂与心处于同一水平
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