血小板输注无效.docx

血小板输注无效.docx

《血小板输注无效.docx》由会员分享，可在线阅读，更多相关《血小板输注无效.docx（15页珍藏版）》请在冰点文库上搜索。

血小板输注无效

血小板输注无效

血小板输注适用于预防和治疗血小板减少或血小板功能缺陷患者的出血，并已成为各种血液病及肿瘤患者放﹑化疗的有效支持疗法，但患者在多次输血（全血﹑红细胞﹑白细胞﹑血小板），妊娠及器官移植后，易产生血小板相关抗体，导致血小板输注无效（PTR）。

我们结合近几年国内外研究进展，对血小板输注无效的实验室检查方法、治疗与预防措施等综述如下。

1血小板输注无效的标准

血小板输注无效是指患者在输注血小板后血小板计数未见有效提高，临床出血症状未见改善。

一般认为：

患者至少连续2次输注足量随机ABO同型血小板后，没有达到适合的CCI值，可认为是血小板输注无效（PTR）。

目前临床判断PTR的依据主要有血小板恢复百分率（percentplateletrecovery，PPR或PR%，以下简称PPR）和输注后血小板计数纠正增加指数（correctedcountincrement，CCI）以及患者出血状况有无改善。

由于血小板输注后患者出血症状改善程度不易量化，故以PPR和CCI作为量化的判断依据［1］。

根据输注前1h和输后24h患者外周血血小板计数以及输入的血小板数量，计算PPR和CCI。

计算公式为［2］：

PPR=（输后血小板计数输前血小板计数）×全血容量/（输注血小板总数×P）×100%其中，血容量=体表面积×2.5，P=2/3；CCI=输后血小板增加数（个/μl）×体表面积（m2）/输注血小板总数（×1011）其中，体表面积=0.0061×患者身高（CM）+0.0128×患者体重（kg）－0.01529。

若24hCCI＜4.5×109/L或PPR＜20%判断为PTR，也有以输后1h的CCI＜7.5×109/L或PPR＜30%作为判断标准。

CCI30×109/L相当于PPR100%，CCI（7.5—10）×109/L，相当于PPR25%—30%，CCI（4.5—7.5）×109/L，相当于PPR15%—25%，两种计算方法大致相等。

2血小板输注无效的原因

引起PTR的主要原因可分两类，分别为非免疫性因素和免疫性因素。

大多数PTR是由非免疫性因素引起［2］，如血小板成分制品的质量、脾亢、弥散性血管内凝血、发热感染、抗生素应用等。

免疫性因素包括ABO血型不合，抗HLA、HPA抗体，自身抗体，药物抗体等。

2.1同种免疫因素血小板同种免疫相当于红细胞同种抗体产生频率的几十倍，针对血小板表面抗原的抗体尤其是HLA类抗体是引起PTR的主要原因［3］。

血小板携带的抗原可分为2大类：

一类是血小板相关性抗原，包括HLAⅠ类抗原，还有ABH、MN、lewis、Ⅰ、P等，其中，HLAⅠ类抗原及ABH抗原在血小板输注中具有临床意义，二者可从血浆中吸附，又可内源性合成。

另一类是血小板特异性抗原（HPA），具有独特的型特异性，并构成血小板膜结构的一部分。

HLAⅠ类抗体是导致PTR最常见的免疫因素，占所有免疫因素的80%和所有病因的11.7%，由HPA抗体引起的PTR约占所有病因的1.7%［7］。

国外血小板抗体高发频率调查结果显示，同种HLA抗体的频率最高，大约20%—70%长期接受血小板输注的患者将产生HLA抗体，其次是血小板特异性抗体，约10%的PTR患者合并HLA和HPA抗体。

HPA抗体种类与HPA抗原分布频率有关，其中欧美白人多由HPA1（PLA1）抗体引起，HPA1b、HPA5b，HPA2b抗体多见［7］，日本人群的PTR患者血中检出的HPA抗体多数为HPA2b（Siba）抗体。

在国内缺乏针对血小板输注无效的免疫性影响因素的深入系统调查，包括青岛在内，上海、南京、石家庄和成都等的血液中心已开展血小板抗原基因分型检测，通过血小板抗原基因多态性分析，HPA15a/b、HPA3a/b、HPA2a/b、HPA5a/b、HPA4a/b的不配合率较高，提示可能是同种免疫因素导致PTR的主要影响抗原系统。

我国人群HPA1a抗原频率＞99.9%，极少有机会产生此类抗体。

国内研究［6］曾经在PTR患者中检出HPA2b抗体，我们对青岛地区PTR、ITP患者的抗体类别进行了调查（另文发表），检出HPA2b，5b，4b，3a抗体。

2．2自身抗体自身免疫性血小板减少症、骨髓移植及一些其他多次输血患者可检出PAIgG。

研究发现［8，9］10%—26%的多次输血患者可产生泛反应性抗体，其中20%与HLA抗体有关，这些抗体可与1个或多个血小板糖蛋白（GPs）反应，Godeau等［11］把这类抗体解释为自身抗体。

Novotny［10］和Godeau等［11］研究认为这些没有明确特异性的抗体与血小板输注无效无关，而Tanning等［12］发现在血小板减少症患者中，针对GPⅡb/Ⅲa，GPⅠb/Ⅸ及GPⅠa/Ⅱa的IgG、IgM类泛反应性抗体与HPA同种抗体同时存在，这些一过性的泛反应性抗体也许与PTP患者的自身血小板破坏有关。

2.3ABO血型不合浓缩血小板（PC）中混有红细胞，血小板表面有红细胞ABH抗原，随着患者ABO血型抗原不合的血小板输注次数增多，PTR的发生率逐渐上升；另外，受者体内ABO抗体的效价如果高于64，输入ABO血型抗原不合血小板也易发生PTR。

Killick等［10］发现输注ABO血型相合血小板的患者发生PTR的发病率为18%，而输注ABO血型抗原主要或次要不相合患者PTR的发病率高达53%。

Duquesoy发现O型患者输注HLA配合型A型血小板其回收率是输O型血小板的77%，输来自不同捐献者的A型血小板回收率也不同。

研究发现［13］A1型血小板上A抗原的表达个体差异较大，分别有7%和4%的捐献者其血小板A、B抗原表达高于平均2SD，而A2型血小板上几乎没有A抗原，这可以解释为什么O型患者输不同的A型血小板效果不一。

2.4药物抗体当患者输注血小板而出现不明原因的PTR时，在排除其它影响因素外，应考虑药物致敏产生抗体的可能，一般患者在血小板减少症前有用相关药物史，停药后，即可得到改善，再次使用该药可出现血小板减少症状。

可以引起药物过敏性血小板减少症的常见药物见表1。

药物致敏引起的免疫性血小板减少的作用机理见表2［14］。

表1引发药物性血小板减少症的常见药物

药物类别

常见药物

其他药物

肝素

低分子量肝素

抗疟药

奎宁，奎尼丁

血小板抑制剂

阿昔单抗，依替巴肽，替罗非班

抗风湿类药

金盐青霉胺

抗生素

利奈唑胺，利福平，磺胺类，万古霉素

镇静抗惊厥类药

卡马西平，苯妥英，丙戊酸地西潘

组胺受体拮抗剂

西咪替丁雷尼替丁

止痛药

扑热息痛，双氯芬酸，萘普生布洛芬

利尿剂

克尿塞双氢克尿塞

化疗药和免疫抑制剂

氟达拉滨，奥沙利铂环孢霉素A，利妥昔单抗

作用类型

机理

发生率

代表药物

半抗原依赖抗体

半抗原（药物）共价结合到膜蛋白上诱导药物特异性的免疫应答

极少

青霉素，某些头孢菌素类抗生素

奎宁类药物

药物诱导产生抗体在致敏药物存在情况下结合到正常血小板膜蛋白上

26/100万

奎宁，磺胺类抗生素，非甾体类抗炎药

替罗非班类

药物作用于GPⅡb/Ⅲa诱导产生可被

抗体识别的构象改变（新抗原表位）

0.2%—0.5%

替罗非班，依替巴肽

药物特异性抗体

抗体识别针对GPⅢa嵌合型抗体

0.5%—1.0%（首次致敏

阿昔单抗Fab段鼠源部分10%—14%（2次以上致敏）

自身抗体

药物诱导产生针对自身血小板的抗体

1.0%

金盐

免疫复合物

药物结合血小板因子4形成免疫复合物

3%—6%

肝素

通过Fc受体激活血小板

低分子量肝素少见

表2药物诱导的免疫性血小板减少的作用机理

3实验室检查方法

3.1血清学方法检测血小板HLA抗体的方法常规应用淋巴细胞毒试验（LCT）［4］，还有酶联免疫吸附试验（ELISA）［33］，混合被动血凝试验（MPHA）［30］，单克隆特异性抗体固化血小板抗原试验（MAIPA）［31］，血小板免疫荧光试验（PIFT）［15］等；而用于检测HPA抗体的技术有磷酸氯喹处理的MPHA、MAIPA、ELISA、固相红细胞吸附试验（SPRA）、微柱凝胶技术［34］等。

此外，检测血小板抗体还有免疫印迹RIA法（westernblottingRIA）以及免疫细胞化学法［35］等。

其中免疫荧光技术，MAIPA法，固相红细胞吸附试验及各种ELISA技术是目前应用最广泛的检测血小板特异性抗体的4种方法。

PIFT是第一个简单可靠的用于检测血小板反应性抗体的通用方法，MAIPA法由于检测血小板相关抗体特异性强，尤其可以区分多种抗体，被认为是检测血小板抗体的金标准，但其操作步骤繁琐，耗时长，技术要求高，只在少数参比实验室应用［4］。

血清学方法用于HPA分型有其不足：

如血小板抗体血清不易获得，尤其是抗2b和3b的血清，而且在一些PTR患者中较难获得足够的血小板用于试验。

但随着基因工程抗体研究的进步及噬菌体抗体文库（phagedisplaylibrary）的出现，使得用基因工程抗体检测血小板特异性抗原成为可能［14］。

各种检测方法的应用范围和特点详见表3。

检测血小板抗体现在商品化的试剂有ELISA类如GTI公司的MACE（筛查并区分HLA+HPA），PAKAUTO（检测自身抗体），PAK12（鉴定HPA特异性）；固相红细胞吸附类试剂如Immucor公司的captureP（筛查血小板抗体），荷兰Sanquin试剂MASPAT（筛查抗体）；免疫荧光技术如Onelambda公司的流式磁珠试剂FlowPRA（可鉴定HLA抗体特异性）。

研究证实［4］PTR患者中非细胞毒性抗体检出率达4%—30%，Kurz等［9］研究发现非细胞毒HLA抗体能够破坏输注的不相容血小板，所以在进行抗体检测时最好选择能够检出非细胞毒性抗体的技术。

表3主要血小板抗体检测技术及特点

方法

特点

检测抗体类别

优缺点

LCT

检测细胞毒性抗体

HLA

操作简便，批量检测；敏感性较差，特异性差

MPHA

检测非细胞毒性抗体

HLA，HPA

相对简便，可区分HLAHPA；敏感性较好，特异性差

ELISA

检测细胞毒和非细胞毒抗体

HLA，HPA

耗时短，操作简便，敏感性较好，特异性好

MAIPA

检测细胞毒和非细胞毒抗体

HLA，HPA

耗时长，敏感性一般，特异性强，可鉴定混合抗体特异性，金标准

PIFT

细胞毒抗体

HLA

批量检测，简便，敏感性较好，特异性好，可鉴定特异性

SPRA

细胞毒和非细胞毒抗体

HLA，HPA

操作相对简便，敏感性较好，特异性一般。

3.2流式细胞术近年来流式细胞仪被广泛用于血小板抗体的检测和分析［4，19］，配合商业化试剂如Onelambda公司的流式磁珠试剂FlowPRA可以鉴定HLAⅠ类抗体特异性，具有极高的敏感性和特异性。

也有人用来进行血小板HLA配型和血小板交叉配型。

有报道利用流式细胞仪用于HPA1a阴性表型人群的大规模普查［9］。

但是由于不同血小板抗原系统在血小板表面的抗原决定簇数量各异，该技术的应用效果各异。

如HPA15在血小板表面的抗原数量较少，每个血小板上只有2000±400个拷贝，而且随着冷冻保存时间延长而减少，所以如果检测时使用冷冻保存的而不是新鲜的血小板（22±2℃保存5d）则有可能漏检抗体［19］。

流式细胞术检测HPA抗体的敏感性直接受相应血小板抗原杂合状态的影响，尤其是CD109（HPA15）。

所以选择用于检测血小板抗体的谱细胞时应该包括所有临床相关的HPA抗原纯合子，而且必须包含多态性群体有代表性的血小板HPA抗原，如在英国必须有HPA4b/b纯合，CD36阴性血小板供者，这是政府强制性标准。

为了便于检测，已知分型血小板可以保存在液氮中，也有冻干保存。

3.3DNA分型技术对PTR患者作HPA的基因分型，有利于进行血小板抗体的鉴定和配型。

应用于HPA基因分型的分子生物学方法主要有以下几种：

PCR序列特异性引物技术、PCR限制性片段长度多态技术、RCR等位基因特异性寡核苷酸技术、基于单核苷酸多态性SNP技术［18］，荧光单链构相多态性技术［17］，现在最新的芯片技术已经应用于HPA基因分型［20］，该方法通量高，在不久的将来有可能成为实验室常规分型方法。

高通量的HPA分型技术使得获得大量已知血小板抗原型别的供者成为可能，可以为血小板输注无效患者选择合适的供者，同时从中可以方便的筛选谱细胞用于抗体检测。

4治疗与预防

血小板无效输注的治疗，可针对不同病因采用不同的方法，非免疫因素以治疗原发病为主，如抗感染，脾切除术，以及增加血小板的输入量来提高输注效果。

免疫因素则以预防为主，可用去除白细胞制品，治疗方面可静脉输注免疫球蛋白，选择配合性血小板输注。

4.1去除白细胞血小板保存过程中，会产生活性物质如组胺、多种细胞因子，其主要来自于血小板中的白细胞，这些活性物质随保存时间延长而增多，随之发热反应的发生率也增高，降低血小板输注疗效。

另外HLA抗原主要存在于白细胞上，以淋巴细胞膜表面浓度最高，去白细胞能有效防止初次同种免疫，避免HLA抗体的发生。

应用白细胞滤器可将每单位血小板中混杂的白细胞数降至5×106以下。

如果降低白细胞的输入数量，可减少HLA抗体同种免疫的发生。

每次输入的血液制品中白细胞数量如能控制在（10—15）×104之内，则HLA抗体产生率可从40%—50%降至10%—20%。

但是研究发现［21，22］，白细胞滤除并不能减少HPA同种抗体的产生。

血小板同种免疫的发生与HLA有直接关系。

HPA诱导同种免疫主要有两种识别途径：

直接途径是受者CD4+T细胞上的TCR直接识别供者抗原递呈细胞（APC）表面HLAⅡ类分子槽沟里的供者抗原产生免疫应答，间接途径是受者抗原递呈细胞上的MHCⅡ类分子识别供者抗原肽并呈递给受者CD4+T细胞刺激产生免疫应答。

直接识别途径反应又快又强，可以激活5%的受者TCR，间接途径激活的CD4+T细胞比前者少100倍，但是仍然足够产生与直接识别途径同样效价的抗体。

因此滤除白细胞可以降低直接途径引起的HPA免疫刺激，但是并不能消除间接途径的刺激。

4.2减少患者接触同种异体抗原的机会比较满意的方案是选择ABO同型、血小板HLA和HPA交叉配型均相合的单一供者的血小板输注，即相容性血小板输注［19］，取代目前临床上比较普遍采用的随机性血小板输注。

对于HLA同种免疫的患者，应选择HLA配合输注。

若仅存HPA抗体，可以考虑在家庭成员中找到相配的血小板输注。

两种抗体均有时，应选择两者相配合的血小板输注。

Kekomaki等［28］经长期研究发现，输注HLA、HPA均相合血小板的患者，其血小板低于15×109/L的时间占整个病程时间的39%，而随机输入血小板的患者，其血小板低于15×109/L的时间占整个病程时间的75%。

同时，最好要求ABO配合或者抗A、B滴度较低的供者［37］。

通过建立已知HLA、HPA分型信息血小板供者库，是为免疫性PTR患者选择适合性血小板输注的一种趋势。

目前欧洲很多国家都已经建立了不同规模的供者库，而国内也已经开始这方面的研究。

但是对于HLA同种免疫患者选择何种HLA配合程度的血小板至今没有统一的标准。

对于HLA高致敏的患者要找到HLA完全一致的供者非常困难，而且研究发现［23］很大部分HLA配合性的血小板输注效果不佳，而“错配”的血小板输注效果不错，其原因仍不明确。

Duquesnoy［24］曾经依赖HLA血清学交叉反应组（CREG）来选择合适的供者，即选择与CREG内抗原错配的供者从而增加了找到合适供者的机会。

Ashok等［25］应用一种新的基于计算机软件HLAMatchmaker处理的氨基酸残基配型方案，通过软件确定HLA分子抗体结合区氨基酸残基的免疫原性决定簇从而预测HLA配合性，基于这种方法的HLA配型方案扩大了供者范围，其配合程度可以很好的预测输注效果，但是仍然需要大量临床数据的验证。

4.3大剂量丙种球蛋白静注大剂量静注丙种球蛋白可提高60%以上自身免疫性血小板减少患者的血小板计数，缺点是仅可观察到患者血小板增加率的改善，而对严重同种免疫的患者很少有效。

此法费用高，疗效时间短，不宜常规使用，但遇到危及生命的出血时可考虑。

4.4紫外线照射紫外线照射可灭活抗原递呈细胞（APC），在不严重影响血小板功能的照射剂量下，可抑制免疫反应。

4.5去除血小板膜上的HLA抗原常用氯喹或枸橼酸洗脱除去血小板膜上的HLA抗原，然而在减少血小板膜上HLA抗原的同时，血小板的质量也受到了影响，因此该法现在很少再用。

4.6使用免疫抑制剂应用免疫抑制剂对逆转同种免疫有一定效果，而抗体的减少发生在用药后至少2周，对要求血小板支持疗法即刻见效的患者不适宜。

4.7血浆置换对肾移植后产生免疫反应的患者进行血浆置换加免疫抑制联合治疗清除同种抗体已获成功，且用血浆加葡萄糖球菌蛋白A免疫吸附后，再输血小板，PTR状态将有所改善。

4.8放射线照射Dzik等［38］用剂量为5—15Gy的射线照射血小板，以破坏血小板表面HLA同种抗原，抑制免疫反应的发生，取得了比较满意的效果。

目前一般认为血小板的γ射线照射剂量以20—30Gy为宜［39］。

4.9自体血小板的输注若缺少合适的献血者，可考虑事先单采骨髓恢复期患者的血小板并加以冷冻保存，在血小板减少症发生时使用。

5展望

实验室快速敏感的抗体筛查和鉴定对PTR的临床治疗至关重要。

现在筛查抗体仍然采用新鲜或液氮冷冻保存的血小板谱，血小板冻干保存技术便于抗体筛查细胞的标准化制备，也许可以成为保存已知分型血小板的常规方法；可溶性重组HPA抗原用于抗体的检测目前存在敏感性低的缺点，如果应用新型检测平台如luminexxMAP磁珠技术有望解决该问题。

血小板抗原分型已经从血清学迈向了基因分型时代，第五代芯片技术也许在不久的将来会成为常规分型方法，从而使筛查已知HPA型别的供者更快捷。

近年来使用血小板生成素或实验性血小板替代物来减少血小板的输注，但均没有获得完全成功。

随机研究发现，对接受诱导和巩固化疗的AML患者，使用重组巨核细胞生长和发育因子，不能明显减少血小板输注或加快血小板恢复，而对外科性血小板减少则有很好的疗效［40，41］。

也有报道使用重组活性因子Ⅶ治疗血小板减少取得了良好的疗效［42—44］。

在可预见的将来，可行的血小板输注对止血仍然起着至关重要的作用，因此，同种异体免疫的治疗和预防将仍是重要的挑战。

参考文献

［1］吴基.血小板输血［M］//田兆嵩.临床输血学.北京：

人民卫生出版社，1998，31—36

［2］DavisKB，SlichterSJ，CorashL.Correctedcountincrementandpercentplateletrecoveryasmeasuresofposttransfusionplateletresponse：

problemsandasolution［J］.Transfusion，1999，39（6）：

586—592

［3］DoughtyHA，MurphyMF，MetcalfeP，etal.Relativeimportanceofimmuneandnonimmunecausesofplateletrefractoriness［J］.VoxSang，1994，66（3）：

200—205

［4］EngelfrieCP，ReesinkHW.Detectionofplateletreactiveantibodiesinpatientswhoarerefractorytoplatelettransfusionsandtheselectionofcompatibledonors［J］.VoxSang，2003，84

（1）：

73—88

［5］PetzID，GarrattyG.CalhounLetal.SelectingdonorsofplateletsforrefractorypatientsonthebasisofHLAantibodyspecificery［J］.Transfusion，2000，40（12）：

1446—1453

［6］刘达庄，丁苏鄂，王健莲，等.血小板特异性抗体（Siba）的研究［J］.中华血液学杂志，1995，16（3）：

115—117

［7］FabrisF，SoiniB，SartoriR，etal.Clinicalandlaboratoryfactorsthataffecttheposttransfusionplateletincrement［J］.TransfusSci，2000，23

（1）：

63—68

［8］KiefelV，KonigC，KrollH，etal.Plateletalloantibodiesintransfusedpatients［J］.Transfusion，2001，41（6）：

766—770

［9］KurzM，GreinixH，HikerP，etal.Specificitiesofantiplateletantibodiesinmultitransfusedpatientswithhaematooncologicaldisorders［J］.BrJHaematol，1996，95（3）：

564—569

［10］NovotnyVM，vanDoornR，WitvlietMD，etal.OccurrenceofallogeneicHLAandnonHLAantibodiesaftertransfusionofprestoragefilteredplateletsandredbloodcells：

aprospectivestudy［J］.Blood，1995，85（7）：

1736—1741

［11］GodeauB，FromontP，SerorT，etal.Plateletalloimmunizationaftermultipletransfusions：

aprospectivestudyof50patients［J］.BrJHaematol，1992，81（3）：

395—400

［12］TaaningE，TonnesenF.Panreactiveplateletantibodiesinposttransfusionpurpura［J］.VoxSang，1999，76

（2）：

120—123

［13］CurtisBR，EdwardsJT，HessnerMJ,etal.BloodgroupAandBantigensarestronglyexpressedonplateletsofsomeindividuals［J］.Blood，2000，96（4）：

1574—1581

［14］GeorgeJN，RaskobGE，ShahSR，etal.Druginducedthrombocytopenia：

asystematicreviewofpu