毒理学实验报告思考题习题答案汇总Word文件下载.docx
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随机数目
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６２
４０
１９
８３
９５
３４
４４
９１
６９
０３
３０
除了后的余数
归 组
Ｃ
Ｂ
Ａ
要使三组的动物数相等，须把原归A组的6只动物中的1只改配到B组去。
可以随机数字表继续按斜角线抄录一个数字，得60，以6除之，除尽（相当于余数为6），就可以把第六个A（即12号）动物改为B组。
调整后各组的动物编号如下：
Ａ组：
Ｂ组：
Ｃ组：
4、绘图，任选三个两位数字编号并画出它在小白鼠身上的染色法标记。
10左上右无11左上右上12左上右中
实验二
1、简述抓取小鼠和家兔的方法及注意事项
小鼠的抓取固定抓取时，用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或铁笼上。
2、趁着小鼠试图挣脱的瞬间，迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌。
3、放松拇指和食指，用另外三个手指控制小鼠，然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠，完成抓取固定。
注意事项：
抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。
在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可将小鼠用线绳捆绑在木版上，或固定在尾静脉注射架及粗试管中。
兔的抓取固定抓取固定方法是用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住臀部。
另一种方法是使用家兔固定栏，打开固定栏的前盖，抓取家兔放进栏内，右手抓住家兔耳朵将头部拉过固定栏的开孔，迅速关上栏门。
2、简述小鼠皮下注射，皮内注射，肌肉注射，腹腔注射及尾静脉注射的操作方法
（一）皮下注射
注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
鼠在后大腿的内侧或小腹部；
大白鼠可在侧下腹部。
（二）皮内注射
皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4（1/2）细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（三）肌肉注射
肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
给小白鼠作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射
用小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
（五）静脉注射小白鼠：
一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4（1/2）号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射（图3）。
3、简述家兔耳缘静脉注射的操作方法
兔耳缘静脉沿耳背后缘走行。
将覆盖在静脉皮肤上的毛拔去或剪去，可用水湿润局部，将兔耳略加搓揉或用手指轻弹血管，使兔耳血流增加，并在耳根将耳缘静脉压迫，以使其血管怒张。
用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指和小指夹住耳缘部分，以左手无名指和小指放在耳下作垫，待静脉充盈后，右手持注射器使针头由静脉末端刺入，顺血管方向向心端刺约1~1.5cm，放松左手拇指和食指对血管的压迫，右手试推注射器针芯，若注射阻力较大或出现局部肿胀，说明针头没有刺入静脉，应立即拔出针头，若推注不大阻力，可将药物徐徐注入，注射完毕后将针头抽出，随即以棉球压迫止血。
实验三
1、简述鼠尾和小鼠眼眶静脉采血的操作方法
⒈剪尾采血
需血量很少时常用本法，如作红、白细胞计数、血红蛋白测定、制作血涂片等可与此法。
动物麻醉后，将尾尖剪去约5mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。
也可用刀割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出。
如不麻醉，采血量较小。
采血结束后，消毒、止血。
用此法每只鼠可采血10余次。
小鼠可每次采血约0.1ml，大鼠约0.4ml。
⒉眼眶后静脉丛采血
穿刺采用一根特制的长7～10cm硬的玻璃取血管,其一端内径为1～1.5mm，另一端逐渐扩大，细端长约1cm即可，将取血管浸入1％肝素溶液，干燥后使用。
采血时，左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。
右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。
采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。
用本法在短期内可重复采血。
小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠一次可采血0.5～1.0ml。
对大鼠损伤小，建议尝试使用
2、分别叙述小鼠，大鼠和家兔常用的处死方法
（一）大鼠和小鼠
１脊椎脱臼法：
右手抓住尾巴将动物放在鼠笼盖或粗糙的表面上向后拉，用左手拇指和食指用力向下按住鼠头，使颈椎脱臼（脊髓与脑髓拉断），动物立即死亡。
２断头法：
此法适用于鼠类小动物。
用剪刀在颈部将鼠头剪断，并使颈部对准容器，以免血液四溅。
由于脑脊髓离断且大量出血，动物立即死亡。
３击打法：
此法适用于大鼠、家兔等。
抓住动物尾部，提起，用力摔击头部，或用木捶用力捶其后脑部，动物痉挛后即处死。
４急性失血法：
常剪断动物的股动脉，放血致死。
如果正在做手术性或解剖性实验，可剪断颈动脉，腹主动脉或剪破心脏放血。
可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；
头向下，大量失血而致死。
５化学药物致死法：
在一密闭容器内，预先放有浸有全身麻醉作用的乙醚或氯仿的棉花，将动物投入容器内，使动物吸入麻醉药而致死。
也可皮下注射士的宁（马钱子碱），注射量为小鼠０.７６～２.０ｍｇ／ｋｇ，大鼠为３.０～３.５ｍｇ／ｋｇ。
（2）兔
１空气栓塞法
此法适用于较大动物的处死。
向动物静脉内注射注入一定量的空气使之发生空气栓塞，形成严重的血液循环障碍而死。
兔、猫用此法处死需注入20～40ml空气，犬致死的空气剂量为80～150ml。
一般注如入后动物能很快死亡。
本法的优点是处死方法简单、迅速。
缺点是由于动物死于急性循环衰竭，各脏器淤血十分明显。
２急性失血法
先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔，再切断股动脉或腹主动脉，迅速放血。
放血时可用湿纱布擦，或用少量自来水冲洗切口，以保持其畅通，动物在３～５分钟内即可死亡。
采用此法动物十分安静，对脏器无损害，但器官贫血比较明显。
小鼠等小动物可采用颈总动脉大量失血而致死的方法。
犬等大型动物要先麻醉后放血，要使放血的切口保持通畅，一般在股三角区横切约lOcm的切口，切断股动、静脉，便大量失血而死。
３破坏延脑法
对家兔可用木捶用力捶其后脑部，损坏延脑，动物痉挛后死亡。
４化学药物致死法
（１）静脉注射10％氯化钾（ｋＣｌ）溶液，使动物心肌松弛，失去收缩能力，心脏发生急性扩大致心跳停止而死亡。
成年兔由兔耳缘静脉注入10％氯化钾（ｋＣｌ）溶液5～10ml／只，狗由狗前肢或后肢皮下静脉注入20～30ml／只，即可致死。
（２）静脉注射10％福尔马林溶液，使血液内蛋白凝固，动物由于全身血液循环严重障碍和缺氧而死。
狗用２０ml／只，即可致死。
（３）皮下注射的士宁致死：
用量为：
豚鼠为3.0～4.4mg/kg，家兔为0.5～1.Omg/kg，犬为0/3～0.42mg/kg。
猫１.０～２.０mg/kg，大白鼠３.０～３.５mg/kg，小白鼠０.７６～２.０mg/kg。
如果动物或其组织要送检，必须注明处死方法。
实验四
1、急性毒性实验的概念
急性毒性试验是指一次或24小时内多次染毒的试验，是毒性研究的第一步。
要求采用啮齿类或非啮齿类两种动物。
通常为小鼠或大鼠采用经口、吸入或经皮染毒途径。
急性毒性试验主要测定半数致死量（浓度），观察急性中毒表现，经皮肤吸收能力以及对皮肤、粘膜和眼有无局部刺激作用等，以提供受试物质的急性毒性资料，确定毒作用方式、中毒反应，并为亚急性和慢性毒性试验的观察指标及剂量分组提供参考。
2、哪些药物适用于经皮肤的毒性实验
药物对皮肤的毒性类型
主要有以下几种：
1药疹：
但最常见的有磺胺类药、解热镇痛药、镇静催眠药类以及青霉素、链霉素等
（2）药物的光敏反应：
起光敏反应的药物主要包括喹诺酮类、磺胺类、四环素类、磺酰脲类、利尿药、吩噻嗪类、非甾体抗炎药、口服避孕药及局部用药等。
（3）原发性刺激：
主要指药物直接对皮肤局部产生的刺激作用，刺激症状是皮肤接触药物后
所产生的一种反应。
（4）皮肤过敏反应：
易引起皮肤过敏反应的药物有青霉素、磺胺类、氯丙嗪、普鲁卡因、苯佐卡因等。
（5）药物超敏反应综合症症最常见的药物有卡马西平、苯妥英钠、苯巴比妥、拉莫三嗪、苯砜、美西律等。
（6）氨苯砜综合症：
是在服用氨苯砜后出现的一组以发热、皮损、肝损害、黄疸、淋巴结病
及溶血性贫血为主要表现的综合症。
（7）红人综合征：
引起该征的药物还有环丙沙星、两性霉素B、利福平、替考拉宁等，这些
药物联用加重该不良反应。
（8）经皮肤吸收产生全身中毒反应
小鼠脱毛有几种方法，各自的操作要点
（一）剪毛法：
剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。
不可用手提起被毛，以免剪破皮肤2.拔毛小鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。
（三）剃毛法：
剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。
如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。
本法适用于暴露外科手术区。
（四）脱毛法：
脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。
首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于鼠的脱毛剂的配方为：
1.硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；
2.硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；
3.硫化钠8g溶于100ml水中。
4、化学物质对皮肤刺激性的判断方法
表1.皮肤刺激反应评分标准
刺激反应
分值
红斑
无红斑
0
轻度红斑（勉强可见）
1
中度红斑（明显可见）
2
重度红斑
3
紫红色红斑到轻度焦痂形成
4
水肿
无水肿
轻度水肿（勉强可见）
中度水肿（明显隆起）
重度水肿（皮肤隆起1mm，轮廓清楚）
严重水肿（皮肤隆起1mm以上并有扩大）
最高总分值
8
表2.皮肤刺激强度评价标准
评价
0-0.49
无刺激性
0.5-2.99
轻度刺激性
3.0-5.99
中度刺激性
6.0-8.0
强刺激性
实验五
1、经口急性毒性实验常用的给药方法
霍恩氏法固定剂量法毒性等级法灌胃法
2、小鼠灌胃法染毒的操作要点及注意事项
3、如何设计急性毒性实验的剂量组
对于剂量组的测定，对一个未知毒性的外来化合物求其LD50（LC50），应先做预试验。
做预试验方法很多，首先了解分析受试化合物的化学结构和其理化性质，确定其所属已知化合物或其衍生物的种类，有何特殊基团及其分子量、熔点、沸点、比重、闪点、挥发度、蒸气压、水溶性和脂溶性等，并以其LD50（LC50）值作为受试化合物的预其毒性中值；
但应注意，一定是相同动物种系和相同接触途径。
以此预期毒性中值为待测化合物的中间剂量组，再上下各推一到两个剂量组做预试验。
每个剂量组间的组距可以大些，有利于找出受试化合物的致死剂量范围。
初起组距可用剂量间的4倍差，即以log4（log4＝0.6）来划分各组剂量。
设置几个剂量组较为合适，应依预试验结果而定。
一般设置5~7个剂量组即可，它即符合统计计算要求又可节省人力和财力。
每个剂量组的动物数，小鼠不少于10只、大鼠6~8只，若设计采用霍恩氏法计算LD50时，动物数可减少。
每组动物应雌雄各半；
如化合物毒性有性别差异，则应分别求雌、雄性动物各自的LD50（LC50）。
4、半数致死量的计算方法
计算公式
①基本公式lgLD50＝XK－d（∑P-0.5）
式中：
XK死亡率为100%组的对数剂量
d对数组距
∑P各组死亡率之和
②校正公式
当Pm>
0.8或Pn<
0.2时可用下公式计算
lgLD50＝XK－d（∑P-
）
③LD50＝lg-1lgLD50，单位应换算成mg∕kg或g∕kg表示。
④95%可信限：
LD50±
4.5S㏒LD50·
LD50
S㏒LD50＝d√∑p（1-p）/（n-1）
S㏒LD50是㏒LD50的标准误
P各组死亡率
n每组动物数
实验七
1、小鼠急性肝损伤模型的原理
四氯化碳（CCl4）进入机体后，经肝脏细胞色素P-450激活，生成三氯甲基自由基（CCl3·
），后者攻击肝细胞内质网膜上的磷脂分子，引起膜的脂质过氧化，CCl3·
继而与膜脂质和蛋白质等生物大分子进行共价结合，引起膜结构和功能完整性的破坏。
CCl3·
还可抑制细胞膜和微粒体膜上钙泵的活性，使Ca2+离子内流增加，从而引起肝细胞坏死。
受试动物肝损伤后，血液中谷丙转氨酶（GPT）、谷草转氨酶（GOT）活性升高，肝脏外观呈土黄色，组织病理学检查可见肝脏炎症细胞侵润、肝细胞坏死等。
2、叙述制备小鼠急性肝损伤模型的方法与注意事项
⑴复习实验动物选择、性别鉴定、称重、编号和随机分组。
⑵小鼠经口染毒操作。
将小鼠随机分成4组，即高、中、低3个剂量组，1个对照组，每组20只，雌雄各半。
染毒途径可选用灌胃，一次性给药。
灌胃时高、中、低剂量一般可分别为CCl4原液2ml、1ml、0.5ml／kg体重。
给予肝毒物后禁食过夜，16～24h后断头处死动物，采集血液，12000rpm离心5min，用试剂盒或自配试剂测定血清ALT酶活性。
⑶实验操作要点
①选择健康实验动物，称重、编号，随机分组。
②实验动物称重、编号和随机分组方法。
③小鼠灌胃操作技术。
小鼠灌胃法将钝头的16号注射针（适用于小鼠）（注意事先可用焊锡在针尖周围焊一圆头，使其不易损伤动物的消化道）安装在适当容积的注射器上，吸取所需的受试物溶液，左手抓住动物双耳后至背部的皮肤（小鼠仅抓住耳后、颈部的皮肤，用无名指、小手指和大鱼际肌将其尾根部压紧），将动物固定成垂直体位，腹部面向操作者。
注意使动物的上消化道固定成一直线。
右手持注射器，将针头由动物口腔侧插入，避开牙齿，沿咽后壁缓缓滑人食管。
若遇阻力，可轻轻上下滑动探索，一旦感觉阻力消失，即可深入至胃部。
如遇动物挣扎，应停止进针或将针拔出，千万不能强行插入，以免操作穿破食管，甚至误人气管，导致动物立即死亡。
进针深度一般是小鼠2.5～4cm。
为了验明是否已正确地地插入胃部，可轻轻回抽注射器，如无气泡抽出，表明已插入胃中；
如有大量气泡，则提示误插气管，应抽出重插。
随后将受试物溶液注入。
灌胃容量小鼠通常为0.2—lml。
④毒性症状的观察。
⑴血清中的ALT在室温（25℃）可保存2天，在冰箱（0℃～4℃）可保存1周，冰冻（－25℃）可保存1个月。
⑵CCl4的操作要在有机溶剂通风厨进行，避免对室内环境和操作人员的污染和接触。
实验八
1、获取肝损伤小鼠血清的方法操作者左手握住动物，右手持剪刀，快速剪断头颈部，倒立动物将血液滴人容器。
注意防止剪断的毛发掉入接血容器中。
2、比色法检测肝损伤小鼠模型血清丙氨酸氨基转换酶（ALT）活性的原理
3、比色法检测肝损伤小鼠模型血清丙氨酸氨基转换酶（ALT）活性时需要注意什么问题①测定结果超过150U时，应将血清稀释后再测定，结果乘以稀释倍数。
②一般在急性病毒性肝炎期、化学性肝细胞坏死时ALT明显增高；
肝癌、肝硬化、慢性肝炎，ALT中度增高；
阻塞黄疸、胆管炎可轻度增高。
但ALT升高也可见于肝外疾病，此时应多方面分析，综合考虑。
4、血清ALT酶活性增加代表何种生理意义
2009-9-2313:
45
谷丙转氨酶，主要存在于各种细胞中，尤以肝细胞为最，整个肝脏内转氨酶含量约为血中含量的100倍，正常时，只有少量释放入血中，血清中其酶的活性即可明显升高。
在各种病毒性肝炎的急性期，药物中毒性肝细胞坏死时，ALT大量释放入血中。
因此它是诊断病毒性肝炎、中毒性肝炎的重要指标
临床意义
（1）血清ALT活性增高
①肝胆疾病：
传染性肝炎、肝癌、中毒性肝炎、脂肪肝和胆管炎等。
②心血管系统疾病：
心肌梗死、心肌炎、心力衰竭时肝淤血和脑出血等。
③药物和毒物：
氯丙嗪、异菸肼、奎宁、水扬酸制剂及乙醇、铅、汞、四氯化碳或有同磷等引起ALT活性增高。
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