白芨寡糖通过调节肠道微生物和肠道代谢产物改善高脂饲料喂养小鼠的肠道代谢综合征.docx

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白芨寡糖通过调节肠道微生物和肠道代谢产物改善高脂饲料喂养小鼠的肠道代谢综合征

白芨寡糖通过调节肠道微生物和肠道代谢产物改善高脂饲料喂养小鼠的肠道代谢综合征

关键词：

糖脂代谢异常、肠道菌群、白芨、肠道代谢物、寡糖、益生元

摘要：

白芨作为中药，以其独特的药理作用已被广泛应用于临床。

这项研究的目的是通过调节肠道菌群和肠道代谢产物来研究白芨白寡糖（BO）在改善代谢综合征中的有益作用。

用BO治疗HFD喂养的小鼠可防止体重增加，逆转葡萄糖耐量和胰岛素抵抗以及抑制脂肪细胞肥大。

经BO处理的小鼠还抑制了慢性炎症，并保护了肠道屏障免受损害。

这些作用与肠道菌群失调的逆转有关，肠道菌群失调导致胆汁酸，短链脂肪酸和色氨酸分解代谢产物等肠道代谢产物的稳态。

从BO或HFD处理的小鼠肠道菌群的耗竭和重建证实了肠道菌群在调节HFD诱导的代谢紊乱中的重要性。

我们首次证明了BO通过调节肠道菌群和肠道代谢物改善了代谢综合征。

BO启动的调节代表了治疗肥胖症和相关代谢疾病的有前途的策略。

1.引言

代谢综合症的特征是一系列症状，例如高血糖，腹部肥胖，高胆固醇和非酒精性脂肪性肝病，这些症状与心血管疾病，癌症和其他相关并发症的发生密切相关[1]。

近年来，它已经见证了新陈代谢疾病的发病率不断上升，这些疾病由于其严重的病理症状而威胁着人类的生命和健康[2]。

例如，2019年糖尿病人口已超过4.63亿，预计到2045年将达到7亿。

代谢综合征的发病机制可能部分归因于高水平的游离脂肪酸，内质网应激和慢性炎症[3]。

另外，研究表明肠道菌群失调在代谢综合征的发生和发展中起着关键作用[4]。

肠道菌群包含500-1000个细菌物种的致密微生物群落，对于生理和病理过程至关重要[5]。

到目前为止，肠道菌群与肥胖之间的因果关系已经通过从人类到肥胖小鼠的粪便移植的可传播表型得到证实[6,7]。

菌类/拟杆菌的比例增加和几种细菌种类的丰度变化与代谢综合征的发生呈正相关[8]。

进一步的研究表明，肠道菌群通过多种肠道代谢物（包括胆汁酸（BAs），短链脂肪酸（SCFAs）和色氨酸分解代谢物）来调节葡萄糖和脂质代谢[9]。

首先，在肝细胞中合成的与甘氨酸和牛磺酸结合的BAs可以被肠道细菌降解成未结合的形式（即次级BAs），参与脂质，葡萄糖和能量代谢的调节[10]。

例如，具有胆汁盐水解酶表达活性的脆弱拟杆菌减少导致肠道糖尿去氧胆酸水平升高，并伴有法呢素X受体（FXR）信号的抑制和II型糖尿病患者肝糖异生的降低[11]。

其次，膳食纤维可通过肠道菌群发酵成SCFA，从而影响葡萄糖在多个组织中的储存，并降低食欲，从而减少食物消耗[12]。

第三，肠道细菌产生的色氨酸分解代谢产物有助于健康中的肠道和全身稳态，并且在肥胖的人类和啮齿动物中被降低[13]。

另一方面，不平衡的细菌结构将直接损害肠道屏障，然后通过引发炎症反应或氧化应激而恶化糖脂代谢紊乱[14]。

最近，肠道菌群已被认为是治疗肥胖症和相关代谢疾病的潜在治疗靶标[15]。

通常，在实验室研究或临床应用中，可以通过抗生素，益生元，益生菌和粪便微生物移植（FMT）来调节肠道微生物结构的不平衡。

其中，益生元最常用于代谢紊乱的临床治疗。

益生元作为一类不可消化的纤维化合物，可以通过调节肠道细菌组成并减少细菌衍生的脂多糖的释放来阻止脂肪的储存[16]。

多数益生元是多糖或低聚糖，如菊粉，低聚果糖，低聚半乳糖和海藻低聚糖，它们已被证明可以通过增加有益细菌的数量同时减少有害细菌的数量来改善代谢紊乱[17,18]。

功能性糖在代谢综合症干预中的潜力很大。

白芨（Thunb。

）Reichb。

f。

一种观赏兰花，主要分布在西北亚。

白芨的根已在中药中用作止血剂数千年[19]。

白芨的其他药理活性包括伤口愈合，抗癌，止血和细胞毒性。

白芨由丰富的天然化合物组成，具有各种结构模式，已鉴定出120多种化合物，例如联苄，二氢菲，联菲，菲，三萜和多糖[20]。

其中，多糖约占白芨重量的60％[21]，由葡萄糖和甘露糖组成，摩尔比为2.4：

1[22]。

先前的研究主要集中于白芨的小分子化合物的活性，由于其水溶性差和粘度高，多糖的报道很少。

尤其是，关于白芨糖对代谢紊乱的作用尚待了解。

在这项研究中，我们假设白芨糖可以通过调节肠道菌群结构和肠道代谢产物来改善肥胖小鼠的代谢综合症。

我们将白芨多糖降解为寡糖，以降低其大分子量和高粘度。

通过建立高脂饮食（HFD）诱导的小鼠模型，我们旨在研究白芨低聚糖（BO）对小鼠肠道微生物营养不良和代谢紊乱的预防作用。

我们还通过液相色谱质谱法（LC-MS）检查了包括BA和SCFA在内的肠道代谢物的变化情况。

此外，设计了细菌耗竭和粪便微生物移植实验，以验证肠道菌群及其代谢产物在BO治疗代谢综合征中的关键作用。

2、材料和方法

2.1、试剂种类

1-苯基-3-甲基-5-吡唑啉酮（PMP），单糖标准品（包括甘露糖和葡萄糖）和小麦胚芽凝集素FITC（WGA-FITC）购自Sigma（美国密苏里州圣路易斯）。

第一链cDNA合成试剂盒和SYBRQPCR混合物购自Summerbio（中国北京）。

三氟乙酸，乙腈，氨苄青霉素，硫酸新霉素，甲硝唑和硫酸庆大霉素得自阿拉丁（中国上海）。

从Sigma获得标准物，包括5-HT，色胺，吲哚，胆酸（CA），熊去氧胆酸（UDCA），牛磺去氧胆酸（TUDCA），牛磺去氧胆酸（TDCA），牛磺胆酸（TCA）和脱氧胆酸（DCA）-Aldrich（美国密苏里州圣路易斯）。

牛磺酸-α-胆酸（T-α-MCA）和牛磺酸-β-胃酸（T-β-MCA）购自TRC（加拿大多伦多）。

包括丁酸钠，无水乙酸钠，丙酸钠和戊酸在内的标准品购自阿拉丁（中国上海）。

2.2、白芨低聚糖的制备及组成分析

白芨多糖购自丰和生物技术有限公司（中国西安）。

简而言之，在搅拌下将一克白芨多糖粉末溶解在100mL热水（90°C）中，然后在1.25°C下与1.25M三氟乙酸（v/v，1：

9）反应持续1.5小时。

接下来，添加10％的氨（v/v）以终止反应。

然后，使用旋转蒸锅（TokyoRikakikaiCo.ltd，东京，日本）将溶液浓缩5倍。

最后，通过冻干获得白芨寡糖（BO）粉末。

补充方法中对单糖组成进行了分析，并确定了聚合度。

2.3、动物和BO治疗

六周大的C57BL/6J雄性小鼠（20±2g）从南京大学（中国南京）的模型动物资源信息平台购买。

在恒温（22±1°C）和暗光周期（12h/12h）的受控环境中适应一周后，将小鼠随机分为四组（n=6）：

一个对照组（正常饮食（NCD）和其他三组分别喂养高脂饮食（HFD），NCD+BO（饮用水中1mg/mL，约200mg/kg/d）或HFD+BO，持续五个月。

NCD包含20％的蛋白质，70％的碳水化合物和10％的脂肪，而HFD包含20％的蛋白质，35％的碳水化合物和45％的脂肪。

两种饮食均购自KeaoXieliCo.Ltd.（中国北京）。

BO的剂量是基于我们先前对壳聚糖低聚糖的研究[18]。

在治疗期间，每隔一周监测小鼠的体重，食物摄入量和水消耗量。

在实验结束时收集每只小鼠的新鲜粪便。

之后，将所有小鼠用乙醚进行安乐死，收集血液和主要组织，包括肝脏，腹部脂肪组织，胰腺，肠组织和粪便。

所有样品均保存在-80°C进行进一步实验。

该动物实验得到湖北中医药大学伦理实验委员会和国家实验动物使用法（中国）的批准（动物实验许可号：

SYXK-2017-0067）。

2.4。

葡萄糖耐量测试（GTT）和胰岛素耐量测试（ITT）

GTT和ITT在动物实验结束时进行。

对于GTT，在禁食过夜（12小时）后通过腹膜内注射给予小鼠葡萄糖（1g/kg体重），并在（0分钟）之前和之后（15、30、60、120和180）测量尾部血糖分钟）使用血糖仪（RocheDiagnostics，Basel，Switzerland）注射葡萄糖。

对于ITT，将小鼠禁食6小时，然后腹膜内注射胰岛素（0.75UI/kg体重）。

如上所述进行血糖测试。

然后使用以下公式计算HOMA-IR（胰岛素抵抗的稳态模型评估）：

HOMA-IR=空腹胰岛素（μU/mL）×空腹血糖（mmol/L）/22.5。

2.5。

粪便菌群移植（FMT）

在厌氧条件下收集来自NCD，HFD或HFD+BO小鼠的粪便。

为了确保BO已被粪便吸收和/或清除，在最后一次BO处理后48小时进行了粪便收集。

粪便转移之前，将来自供体小鼠的100mg粪便重悬于1mL无菌盐水中。

在400rpm下离心4分钟后，收集上清液用于微生物群移植。

将六周大的C57BL/6J雄性小鼠（20±2g）随机分为FMT（NCD），FMT（HFD）和FMT（HFD+BO）组（n=6）。

所有小鼠均接受NCD并用抗生素（AB，1.0g/L氨苄青霉素，1.0g/L硫酸新霉素和0.5g/L甲硝唑，在无菌水中）处理四周，以消灭本地肠道细菌。

经过AB处理后，将含AB的水替换为普通水，并从供体小鼠的粪便微生物移植物中去除了消耗了微生物群的小鼠。

每只接受小鼠的小鼠每天一次口服100μl粪便，持续三天。

在FMT实验期间监测小鼠体重。

FMT后一周，对小鼠实施安乐死以收集血液和主要组织，如上所述。

该动物实验得到了湖北中医药大学伦理实验委员会和《国家实验动物使用法》（中国）的批准。

2.6。

抗生素治疗

将六周大的C57BL/6J雄性小鼠（20±2g）随机分为三组（n=6）：

HFD，HFD+AB和HFD+AB+BO。

用HFD，HFD加AB或HFD加AB和BO（在饮用水中1mg/mL）喂养小鼠八周。

在治疗期间，每两周测量一次小鼠的体重，食物摄入量和饮水量。

在治疗结束时，进行了GTT和ITT。

最后，对所有小鼠实施安乐死以收集血液和主要组织以进行进一步的实验。

该动物实验得到了湖北中医药大学伦理实验委员会和《国家实验动物使用法》（中国）的批准。

2.7。

RNA提取和实时定量PCR（qRT-PCR）

使用Trizol试剂（北京夏美生物技术有限公司）提取小鼠组织的总RNA，并使用第一链cDNA合成试剂盒根据制造商的规程（SummerBiotechnologyCo.，中国北京）。

使用SYBRQPCR混合物在CFXConnect实时系统（Bio-Rad，Hercules，CA，USA）上通过qRT-PCR测量所需基因的相对mRNA水平，引物序列列于补充表3中。

热循环条件如下：

在94℃下预变性10分钟；在室温下预变性。

在95°C下变性40个循环15s，在60°C下退火/延伸60s。

将靶基因的表达相对于GAPDH的表达进行标准化，并使用2-ΔΔCT方法计算倍数变化。

2.8。

组织学和免疫荧光染色

将白色脂肪组织和结肠组织固定在4％多聚甲醛中，脱水，包埋在石蜡中，切成5μm厚的切片。

将切片在二甲苯和连续稀释的乙醇中脱蜡。

然后，用苏木精和曙红（H＆E）对脂肪组织进行染色。

抗原回收和封闭后，将结肠组织与WGA-FITC（1μg/mL）在4°C孵育过夜，然后用4'-6'-二mid基-2-苯基吲哚（DAPI）（Invitrogen，Carlsbad）染色，美国加利福尼亚）。

使用连接到LeicaDMI4000B光学显微镜（德国韦茨拉尔）的LeicaDFC310FX数码相机获取图像。

2.9。

粪便代谢物分析

提取粪便代谢产物，例如短链脂肪酸，胆汁酸，色氨酸代谢产物，并通过HPLC-MS分析。

详细信息显示在补充方法中。

2.10。

16SrDNA基因测序

通过在IlluminaMiSeq平台（Illumina，圣地亚哥，加利福尼亚，美国）上对16SrDNA的V3-V4区域进行测序，提取了小鼠的全部粪便基因组并检测了肠道菌群。

详细信息显示在补充方法中。

2.11。

统计分析

数据表示为平均值±SEM。

使用未配对的学生t检验比较两组之间的差异，并在多个组之间进行了具有Bonferroni事后分析的双向方差分析。

P<0.05被认为具有统计学意义。

使用GraphPadPrism（版本7.0a，美国加利福尼亚州GraphPadSoftwareInc.）进行常规分析。

3.结果

3.1。

HPLC-MS鉴定BO的单糖组成和结构特征通过酸水解，由条纹状芽孢杆菌多糖制得BO，并用HPLC-MS分析其结构组成。

如补充图1和补充表1所示，BO由葡萄糖和甘露糖组成，并且葡萄糖与甘露糖之比为98.23∶1.76。

基于HPLC-MS分析，BO的聚合度为2至6（补充图2和补充表2）。

3.2。

BO逆转了HFD喂养小鼠的理化指标变化

为了评估BO对糖脂紊乱的影响，对喂食HFD的小鼠进行BO（饮用水中1mg/mL）治疗五个月。

如图1A和B所示，BO阻止了HFD诱导的体重增长（与HFD组相比，P<0.05）。

为了检查BO对葡萄糖稳态的逆转作用，在动物实验结束时进行了葡萄糖耐量试验（GTT）。

结果表明，与HFD组相比，HFD+BO组葡萄糖反应曲线的曲线下面积（AUC）显着减小（P<0.01）（图1C和D）。

同时，胰岛素耐受性测试（ITT）表明BO显着降低了喂食HFD的小鼠的胰岛素反应曲线的AUC（与HFD组相比，P<0.05）（图1E和F）。

此外，BO显着抑制了高脂饮食喂养的空腹小鼠的高血糖（P<0.05）（图1G），并降低了高胰岛素血症（图1H），导致HOMA-IR（胰岛素抵抗稳态模型评估）值降低。

HFD+BO组（与HFD组相比，P<0.05）（图1I）。

此外，BO统计学地降低了饲喂HFD的小鼠（P<0.05，HFD组）的肝脏，胰腺和白色脂肪组织（内脏脂肪，附睾脂肪和皮下脂肪）的器官重量（图1J和K）。

BO还降低了HFD喂养小鼠的脾脏重量，但没有显着性降低（P>0.05）（图1J）。

此外，BO显着逆转了HFD喂养小鼠血浆中的总胆固醇（TC），总甘油三酸酯（TG）和高密度脂蛋白胆固醇（HDL-C）的变化（与HFD组相比，P<0.05））（图1L）。

图1.B.纹状体寡糖（BO）减轻了由HFD喂养的小鼠的肥胖和代谢异常。

（A）体重增加曲线。

（B）总体重增加。

（C）葡萄糖耐量试验。

（D）葡萄糖耐量曲线下的面积。

（E）胰岛素耐受性测试。

（F）胰岛素耐受曲线下的面积。

（G）禁食过夜后的血糖水平。

（H）通过ELISA的血浆中胰岛素水平。

（I）稳态模型评估-胰岛素抵抗（HOMA-IR）指数。

（J）器官重量包括肝脏，胰腺和脾脏。

（K）脂肪组织重量，包括内脏脂肪（Vfat），附睾脂肪（Efat）和皮下脂肪（Sfat）。

（L）血浆脂质水平包括甘油三酸酯（TG），总胆固醇（TC）和高密度脂蛋白胆固醇（HDL-C）。

数据表示为平均值±SEM（n=6）。

*与NCD组相比，P<0.05，**P<0.01；与HFD组相比，＃P<0.05，##P<0.01。

3.3。

BO减轻了HFD喂养小鼠的脂质代谢紊乱

如图2A和B所示，BO显着抑制了喂食HFD的小鼠的脂肪细胞肥大（与HFD组相比，P<0.05）。

为了进一步研究BO如何减轻脂质代谢紊乱，通过定量实时PCR（qRT-PCR）分析了腹部脂肪组织中几种与脂质代谢相关的信号调节因子和细胞因子的mRNA水平。

结果表明，BO显着逆转了喂食HFD的小鼠中促炎细胞因子（包括整联蛋白α-X（Cd11c）和单核细胞趋化蛋白-1（Mcp-1））的上调（P<0.05）（图2C）。

另外，与NCD组相比，HFD组小鼠糖原异生和脂肪形成相关基因的转录水平更高（P<0.05或0.01），包括磷酸烯醇丙酮酸羧激酶（Pepck），CCAAT增强子结合蛋白α。

（C/ebp-α），过氧化物酶体增殖物激活的受体-γ（Ppar-γ）和脂肪酸合酶（Fasn）（图2D和E）。

相反，BO明显降低了上述基因的表达（与HFD组相比，P<0.05）。

此外，BO显着抑制了HFD诱导的脂肪组织中甘油三酸酯合成相关基因的过表达，例如二酰基甘油O-酰基转移酶（Dgat）和肉碱棕榈酰转移酶1（Cpt-1）（P<0.05，vsHFD组）（图、2F）。

图2.条纹状芽孢杆菌低聚糖（BO）减轻了喂食HFD的小鼠脂质代谢的紊乱。

（A）通过苏木精和曙红（H＆E）染色对脂肪组织进行形态分析。

（B）使用ImageStudio软件进行脂肪细胞大小测定。

（C）通过qRT-PCR在mRNA水平上表达炎性细胞因子（Mcp-1和Cd11c）。

（DeE）通过qRT-PCR在mRNA水平上与糖异生和脂质合成相关的调节剂的表达：

Pepck和Fasn（D）；Ppar-γ和C/ebp-α（E）。

（F）甘油三酸酯代谢相关基因（Dgat和Cpt-1）的表达。

数据表示为平均值±SEM（n=6）。

*与NCD组相比，P<0.05，**P<0.01；与HFD组相比，＃P<0.05，##P<0.01。

3.4、BO防止了喂食HFD的小鼠的肠屏障受损

先前已有报道，HFD会导致肠道完整性受损[23]。

因此，我们通过组织化学染色和qRT-PCR检测了BO对HFD喂养的小鼠结肠组织损伤的保护作用。

H＆E染色的结果表明，BO明显缓解了HFD组肠屏障受损（图3A）。

而且用WGA-FITC和Alcian蓝染色以可视化结肠组织中肠糖蛋白粘蛋白的含量进一步证明了这一点。

如图3B和C所示，BO抑制了HFD喂养的小鼠中粘蛋白的减少。

始终如一，BO调节了HFD喂养小鼠的肠道完整性相关分子和细胞因子的mRNA水平，包括粘蛋白3（Muc3），基质金属蛋白酶9（Mmp9），基质金属蛋白酶2（Mmp2）和Ang4（P<0.05，vsHFD组）（图3D）。

同样，在HFD喂养的小鼠中，BO可以逆转参与脂质和BAs代谢的几种调节剂的变化，例如脂肪酸结合蛋白4（Fabp4），G蛋白偶联受体43（Gpr43）和回肠胆汁。

酸结合蛋白（Ibabp）（图3D）。

图3.白芨低聚糖（BO）防止了由HFD喂养的小鼠的肠屏障受到损害。

（A）通过苏木精和曙红（H＆E）染色对结肠组织进行形态分析。

（BeC）分别用FITC（WGA-FITC）（B）和阿辛蓝（C）标记的小麦胚芽凝集素对粘蛋白糖蛋白染色。

（D）通过qRT-PCR在mRNA水平上在结肠组织中与肠完整性有关的调节剂和细胞因子的表达。

数据表示为平均值±SEM（n=6）。

*与NCD组相比，P<0.05，**P<0.01；与HFD组相比，＃P<0.05，##P<0.01。

3.5。

BO调节生产HFD喂养小鼠中肠道代谢产物

有证据表明，BAs在肠道稳态和宿主代谢中均起着重要的调节剂的作用[24]。

在这项研究中，我们量化了粪便中主要BA的水平。

如图4A所示，BO显着降低了喂食HFD的小鼠粪便中的总BA（与HFD组相比，P<0.05）。

对于大多数BA，BO处理后它们的相对丰度也发生了变化（图4B）。

BO分别逆转了其个体丰度的变化，包括牛磺去氧胆酸（TUDCA），牛磺去氧胆酸（TDCA），牛磺去氧胆酸（TCDCA），牛磺胆酸（TCA），牛磺-α-胆酸（T-α-MCA），牛磺酸-β-硫代胆酸（T-β-MCA）和脱氧胆酸（DCA）（与HFD组相比，P<0.05），而BO后，HFD诱导的胆酸（CA）增加进一步促进（图4C）。

BO处理后，HFD诱导的熊去氧胆酸胆酸（UDCA）的增加无明显变化（图4C）。

接下来，我们测量了粪便中SCFAs和其他肠道代谢产物（色胺，5-HT和吲哚）的粪便含量。

结果表明，BO增加了乙酸水平（与HFD组相比，P<0.05），但降低了丙酸，戊酸和色胺的水平（与HFD组相比，P<0.05），并且对产量没有影响饲喂HFD的小鼠粪便中丁酸，5-HT和吲哚的含量（图4D和E）。

图4.B.纹状体低聚糖（BO）影响了HFD喂养小鼠粪便中肠道代谢产物的产生。

（A）粪便中总BA含量。

（B）粪便中各个BA的相对丰度。

（CeE）粪便中单个BA（C），SCFA（D）和色氨酸分解代谢物（E）的定量。

数据表示为平均值±SEM（n=6）。

*与NCD组相比，P<0.05，**P<0.01；与HFD组相比，＃P<0.05，##P<0.01。

3.6、BO改善了HFD喂养小鼠的肠道菌群失调

研究表明，肠道完整性的破坏通常伴有肠道菌群失调[23]。

因此，使用16SrDNA测序来研究BO对HFD喂养小鼠肠道细菌变化的影响。

除去不合格序列后，总共获得了2139个OTU。

偏最小二乘判别分析（PLS-DA）表明，BO将肠道菌群吸引到一个紧凑的簇中，远离NCD组或HFD组（图5A）。

值得注意的是，分类学分析表明，用BO处理可降低HFD喂养小鼠中疣微菌门的丰度，使其降低至与NCD组相似的水平（图5B）。

接下来，我们确定哪个细菌属导致了四个实验组之间微生物群组成的差异。

热图分析表明，喂食HFD的小鼠中的鞭毛虫科NC2004组，协球菌2，梅毒螺旋体2，肠球菌，鲁米诺球菌1和双歧杆菌的含量均被BO逆转（P<0.05，与HFD组相比）（图5C）。

此外，BO可以统计地统计出饲喂HFD的小鼠中若干细菌属的丰度，这些细菌与肥胖呈负相关，包括产腐殖质，细小杆菌，结节真细菌组，Marvinbryantia，Butyricicoccus，肠杆菌科UCG002，Blautia，Erysipelatoclostridium（0.05，相对于HFD组）（图5C）。

还有其他一些细菌属，例如小袋鼠肠道基因组，去氟菊科UCG011，厌食菌，鲁米诺球菌组，葡萄球菌，脱硫弧菌和梭状芽胞杆菌，尽管在HFD组中，BO的含量也被BO改变，尽管HFD组未改变（图5C）。

图5.B.纹状体寡糖（BO）逆转了喂食HFD的小鼠的肠道菌群失调。

BO处理后，对所有小鼠实施安乐死，并收集粪便样品，以基于V3-V4区进行16SrDNA测序分析。

（A）肠道菌群的偏最小二乘判别分析（PLS-DA）。

（B）门水平的肠道菌群的相对丰度。

（C）热图中显示的代表性细菌在属水平上的丰度变化。

3.7。

肠道细菌丰度与代谢生物标志物的相关性

为了阐明肠道细菌变化与肥胖相关性状之间的关系，计算了四个实验组之间的斯皮尔曼相关系数。

如图6所示，我们发现大多数变化的肠道细菌在属水平上与肥胖，胰岛素抵抗，脂质代谢和肠道代谢产物的产生呈正相关或负相关，表明肠道菌群在糖脂代谢参与中的关键作用。

图6.肠道细菌属与代谢紊乱相关指标之间的相关性。

在确定的33个细菌属和肥胖性状之间进行Spearman相关分析。

*P<0.05和**P<0.01。

HOMA-IR，稳态模型评估-胰岛素抵抗；Fasn，脂肪酸合酶；C/ebp-α，CCAAT增强子结合蛋白α；Muc3，粘蛋白3；Mmp9，基质金属蛋白酶9。

3.8。

BO未能改善肠道微生物群耗竭的HFD喂养小鼠的代谢综合征

为了证实BO通过调节肠道菌群来改善代谢综合征，小鼠接受了HFD，HFD+抗生素（AB）或HFD+AB+BO（在饮用水中为1mg/mL）喂养八周。

抗生素处理后，小鼠的肠道细菌几乎耗尽，这是由与HFD组相比更低的α多样性所表明的（图7A）。

在抗生素处理过的小鼠中，仅检测到痕量的Fimicutes门，并且未在属水平上检测到常规细菌（图7B和C）。

与HFD+AB组相比，HFD+AB+BO组小鼠的体重，食物摄入，饮水和器官重量没有明显变化（补充图3A–F）。

GTT的结果表明，HFD+AB+BO组的葡萄糖反应曲线的AUC甚至高于HFD组（图7D和E）。

对于ITT实验，HFD组与HFD+AB+BO组之间没有发现差异（图7F和G）。

图7.食用HFD喂养的肠道菌群贫乏小鼠中，纹状体低聚糖（BO）无法改善糖脂代谢紊乱。

给小鼠喂食HFD，HF