生理药理学实验指导.docx
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生理药理学实验指导
生理学实验一、蛙（蟾蜍）坐骨神经腓肠肌标本制备
【实验目的】
1.掌握蛙类坐骨神经腓肠肌标本的制备方法。
2.观察组织的兴奋性、刺激与反应律以及骨骼肌收缩的特点。
【实验原理】
蛙和蟾蜍是两栖类动物，其生存环境较简单，离体组织或器官所要求的条件也较简单。
坐骨神经和腓肠肌属于可兴奋组织，把它们置于人工配制的林格液中，其兴奋性在几个小时内保持不变。
若给坐骨神经一个适宜的刺激，可在神经和肌肉上产生一个可传导的动作电位，肉眼可以看到一次肌肉的收缩和舒张，表明神经和肌肉兴奋了一次。
【实验材料】
实验对象：
蟾蜍或蛙。
实验器材：
蛙板、玻璃分针、粗剪刀、眼科剪刀、尖镊子、培养皿、锌铜弓。
实验试剂：
任氏液
【实验方法】
坐骨神经腓肠肌标本的制备可采用离体或在体的方法。
1、离体坐骨神经腓肠肌标本制备
（1）破坏脑脊髓：
取蟾蜍1只，以左手示指压其头部前端使其尽量前俯，中指与示指夹住其前肢，拇指抵住其骶部，使整个躯干做最大屈曲，后肢悬空。
探针自枕骨大孔处垂直刺入，到达椎管，随即将探针改变方向刺入颅腔，向左右两侧不断搅动，彻底捣毁脑组织。
将探针退出至枕骨大孔处，转向后刺入椎管，捻动探针使其逐渐刺入整个椎管内，完全捣毁脊髓。
脑脊髓完全破坏的标志是：
下颌呼吸运动消失，反射消失，四肢松软。
（2）去除头部和内脏：
左手握住蟾蜍后肢，此时躯干上部及内脏即全部下垂。
右手持粗剪刀在骶髂关节前1cm处剪断脊柱，剪除全部躯干及内脏组织，注意勿损伤神经。
（3）去皮：
用圆头镊子夹住脊柱，注意不要碰到神经，捏住皮肤边缘，逐步向下牵拉剥离皮肤。
全部皮肤剥除后，把标本置于盛有林格液的培养皿中。
（4）双手和用过的全部手术器械。
（5）分离两后肢：
避开坐骨神经，用粗剪刀从背侧剪去骶骨，然后沿中线将脊柱剪成左右两半，再从耻骨联合中央剪开两腿，将已分离的下肢标本浸入盛有任氏液的培养皿中保存。
（6）完成坐骨神经腓肠肌标本。
①游离坐骨神经：
取出一下肢，用蛙钉固定于蛙板上。
固定时要注意坐骨神经和腓肠肌朝上。
先用玻璃分针沿脊柱侧游离坐骨神经腹腔部，然后顺股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟纵向分离暴露坐骨神经的大腿部分直至腘窝，并将坐骨神经从脊柱根部剪下（可连一小块脊椎骨）。
在分离过程中，把神经周围的结缔组织去除干净，并把神经细小分支剪断，但要注意不要用金属器械触碰神经，也不要对神经过度牵拉，且应不断滴加林格液使神经保持湿润。
②完成坐骨神经腓肠肌标本：
把游离的坐骨神经搭在腓肠肌上，在腓肠肌的跟腱处穿线结扎，用组织剪在靠结扎线远端剪断跟腱。
从膝关节周围开始剪掉大腿所有的肌肉，用粗尖刀将股骨刮干净。
然后，在股骨中部剪去上段股骨（留1.5cm长的股骨），沿膝关节剪去小腿（注意保留完整的腓肠肌）。
一个附着股骨上的腓肠肌并带有支配腓肠肌的坐骨神经的标本就完成了。
2、在体坐骨神经腓肠肌标本制备
（1）取一只蟾蜍洗净，按操作程序破坏蟾蜍脑和脊髓。
（2）剥离一侧下肢自大腿根部起的全部皮肤，然后将标本俯卧位固定于蛙板上。
（3）游离坐骨神经，并在神经下穿线备用。
然后，分离腓肠肌的跟腱穿线结扎，并连同结扎线将跟腱剪下，一直将腓肠肌分离至膝关节，在膝关节旁钉蛙钉固定住膝关节。
至此，在体标本制备完成。
3、观察项目
用浸有林格液的锌铜弓轻触坐骨神经内，观察腓肠肌的反应。
如腓肠肌发生收缩，表明标本具有正常生理活性，兴奋性良好，说明实验操作成功。
将离体坐骨神经腓肠肌标本放在盛有任氏液的培养皿中，以备实验之用。
【注意事项】
1、制作离体坐骨神经腓肠肌标本分离两腿时，注意不要将坐骨神经剪断。
2、离坐骨神经时用玻璃分针，避免使用金属器械。
勿损伤、过度牵拉神经和肌肉。
3、及时添加任氏液，保持标本湿润。
【思考题】
为什么锌铜弓一接触坐骨神经就能使腓肠肌发生收缩？
生理学实验二、不同刺激跟肌肉反应关系的验证
【实验目的】
了解刺激类型与肌肉反应的关系。
【实验原理】
神经受到电、机械、化学药品和温度等刺激都能产生兴奋，并能引起其所支配的肌肉产生不同程度的收缩反应。
通过实验，可以发现不同刺激种类所引起的肌肉收缩反应的状况是不一样的。
【实验材料】
实验对象：
蟾蜍；
实验器材：
整套解剖器，玻璃解剖针，纱布，棉线，铅笔，酒精灯，温度计，铜锌弓；
实验药品：
食盐。
【实验方法】
1．制备蟾蜍坐骨神经-腓肠肌标本。
浸于任氏液约10分钟。
2．在蛙板的右侧平放一支铅笔，笔杆对着实验者。
在蛙板的右边下面垫一泡沫塑料，使蛙板向左倾斜。
3．取坐骨神经-腓肠肌标本，把腓肠肌安放在蛙板和左边，拉直坐骨神经，把连着神经的脊柱骨片搁在与坐骨神经呈垂直方向的铅笔上，使坐骨神经悬空，不接角蛙板。
4．用铜锌弓刺激神经，观察肌肉收缩。
重复多次刺激神经，看肌肉是否收缩。
再用电极直接刺激肌肉，注意肌肉的反应。
5．在靠近脊柱骨片的神经上放数粒食盐，并滴上一滴任氏液在食盐上，观察肌肉收缩的形式。
待肌肉出现反应后，即用任氏液不断冲洗神经，直到肌肉停止收缩为止。
6．用镊子轻夹靠近脊柱骨片的神经，观察肌肉收缩，然后用力夹神经数次，观察肌肉的反应。
待肌肉没有反应后，将镊子稍向近腓肠肌的神经处移动，轻夹神经，观察肌肉的收缩。
7．分别以38℃和40℃的任氏液滴于坐骨神发上，观察肌肉有无反应。
生理学实验三、屈肌反射、搔扒反射的观察及反射弧分析
【实验目的】
1．分析屈肌反射弧的组成部分。
2．探讨反射弧的完整性与反射活动的关系。
【实验原理】
在中枢神经系统参与下，机体对内、外环境变化所作出的规律性应答称为反射。
反射活动的结构基础是反射弧，它一般包括感受器、传入神经、神经中枢、传出神经和效应器五部分。
反射弧中任何一个部分的解剖结构和生理完整性受到破坏，反射活动就无法完成。
【实验材料】
实验对象：
蟾蜍或蛙。
实验器材：
蛙类手术器械一套、铁夹、电刺激器、刺激电极、棉球、纱布、培养皿、烧杯。
实验药品：
0.5%硫酸。
【实验方法】
制备脊蛙：
用探针捣毁蛙脑部，保留脊髓。
用铁夹夹住蛙下颌，将蛙悬挂在支架上。
【观察项目】
1．观察屈肌反射：
用培养皿盛0.5%硫酸溶液，将蟾蜍左后肢的脚趾尖浸于硫酸溶液中，观察屈肌反射（在脊动物的皮肤接受伤害性刺激时，受刺激一侧的肢体出现屈曲的反应，关节的屈肌收缩而伸肌弛缓，称为屈肌反射）有无发生，然后用烧杯盛自来水洗去皮肤上的硫酸溶液。
2.搔扒反射的观察：
将浸有0.5%硫酸溶液滤纸片贴在蛙的下腹部，观察蛙的反应。
3．感受器的分析：
剥掉左后肢足趾皮肤再观察屈肌反射，在趾关节上方皮肤作一环状切口，将足部皮肤剥掉，重复步骤一，结果如何？
4．刺激右侧脚趾尖：
按步骤一的方法以硫酸溶液刺激右侧脚尖，观察反射活动。
5．传入神经的分析：
剪断右腿坐骨神经：
在右侧大腿背侧剪开皮肤，在股二头肌和半膜肌之间分离找出坐骨神经，在神经上作两个结扎，在两结扎线间剪断神经。
重复步骤4。
结果如何？
6．传出神经的分析：
刺激蛙背部的中央部分（纸片应稍大些），观察两后肢的反应。
7.效应器的分析：
将右后肢大腿处的肌肉在远体一端剪断，刺激蛙背部的中央，观察两后肢的反应。
8.脊髓的分析：
用探针捣毁蛙的脊髓，刺激蛙背部的中央，观察两后肢的反应。
【注意事项】
1.每次试验时，要使皮肤接触硫酸的面积不变，以保持相同的刺激强度。
2．刺激后要立即用清水洗去硫酸，以免损伤皮肤。
生理学实验四、红细胞渗透脆性测定
【实验目的】
1．本实验学习测定红细胞渗透脆性的方法。
2．加深对细胞外液渗透张力在维持红细胞正常形态与功能重要性方面的理解。
【实验原理】
将红细胞悬浮于等渗NaCl液中，其形态不变。
若置于低渗NaCl溶液中则发生膨胀破裂，此现象称为红细胞渗透脆性。
但红细胞对低渗盐溶液具有一定抵抗力，其大小可用NaCl溶液浓度的高低来表示。
将血液滴入不同浓度的低渗NaCl溶液中，开始出现溶血现象的NaCl溶液浓度为该血液红细胞的最小抵抗力（正常为0.42-0.46%NaCl溶液）。
出现完全溶血现象时的NaCl溶液浓度为该红细胞的最大抵抗力（正常为0.28-0.32%NaCl溶液）。
前者代表红细胞的最大脆性（最小抵抗力），后者代表红细胞最小脆性（最大抵抗力）。
生理学上将能使悬浮于其中的红细胞保持正常形态的溶液称为等张溶液，不能跨过细胞膜的微粒所形成的力，但等渗溶液并不一定是等张溶液（如1.9%的尿素溶液）。
【实验材料】
实验对象：
动物种类不限；
实验器材：
试管架、小试管、滴管，移液管；
实验药品：
1%NaCl溶液、0.85%氯化钠溶液、蒸馏水、1.9%尿素溶液、1%肝素。
【实验方法】
1．配制不同浓度的低渗NaCl溶液：
取口径相同的干燥洁净小试管10支，分别编号排列在试管架上，配制出10种不同浓度的NaCl低渗溶液（0.25%，0.3%，0.35%，0.4%，0.45%，0.5%，0.55%，0.6%，0.65%，0.9%）。
每个试管总量均为2.5ml或4ml，视试管大小而定。
另取3支小试管，在三个试管上分别编号11-13，分别加入0.85%NaCl溶液、1.9%尿素和蒸溜水2.5ml或4ml，与前面10支试管量一致。
2．制备抗凝血：
不同动物采血方法各异，但多采用末梢血。
把血液放入含有肝素的烧杯内，混匀。
1%肝素1ml可抗10ml血。
3.加抗凝血：
用滴管吸取抗凝血，依次向13支试管内各加1滴，轻轻颠倒混均，切忌用力振荡。
先观察11、12、13管的变化，其他10支试管在室温下放置1小时。
4．观察结果：
血液溶血情况，其现象可分为以下几种：
（1）试管内液体完全变成透明红色，说明红细胞完全破裂，称为完全溶血。
（2）试管内液体下层为混浊红色，上层无色透明，表示部分红细胞没有破坏，称为不完全深血。
（3）试管内液体下层为混浊红色，上层无色透明，说明红细胞完全没有破坏。
5．观察项目
（1）观察不同浓度低渗NaCl 混合液的颜色和透明度。
（2）比较第11、12、13管的溶血情况并分析其原因。
【实验结果】
试管号
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
现象
【注意事项】
1．每支试管内血液滴入量应准确无误（只加一滴）。
2．确保每支试管NaCl溶液的浓度准确、容量相等。
3．试管必须清洁、干燥。
4．观察结果时应以白色为背景。
【要求与思考】
1．实验前要预习实验内容。
2．复习和掌握生理学教材有关血液凝固、渗透压的概念以及红细胞的形态、可塑变形性等基本知识。
3．何谓等渗、等张溶液，红细胞的最大脆性、最小脆性、最大抵抗力和最小抵抗力?
【思考题】
1．为什么红细胞在等渗的尿素溶液中迅速发生溶血？
2．测定红细胞渗透脆性有何临床意义？
3．同一个体的红细胞的渗透脆性不一样，为什么？
生理学实验五、ABO血型鉴定
【实验目的】
1.观察红细胞凝集现象。
2．学习鉴定血型的方法，掌握ABO血型鉴定的原理。
【实验原理】
血型是指红细胞膜上特异抗原的类型。
在ABO血型系统中，红细胞膜上抗原分A和B两种抗原，而血清抗体分抗A和抗B两种抗体。
A抗原加抗A抗体或B抗原加抗B抗体，则产生凝集现象。
因此，血型鉴定是将受试者的红细胞加入标准A型血清（含有抗B抗体）与标准B型血清（含有抗A抗体）中，观察有无凝集现象，从而得知受试者红细胞膜上有无A或/和B抗原。
在ABO血型系统，根据红细胞膜上是否含A、B抗原而分为A、B、AB、O四型。
（见表2-1）
表2-1ABO血型中的抗原和抗体
血型
红细胞膜上所含的抗原
血清中所含的抗体
A
A
抗B
B
B
抗A
AB
A和B
无抗A和抗B
O
无A和B
抗A和抗B
【实验材料】
实验对象：
正常人。
实验仪器：
采血针，双凹玻片，竹签，棉球，腊笔，显微镜。
实验药品：
标准A血清，标准B血清，75％酒精，碘酒。
【实验方法】
1．取双凹玻片一块，用干净纱布轻拭使之洁净，在玻片两端用腊笔标明A及B，并分别各滴入A及B标准血清一滴。
2．用碘酒、75％酒精消毒指尖或耳垂，用消毒采血针剌破皮肤，分别用牙签刮取1-2滴血，使其分别与A型和B型标准血清充分混匀。
3．放置10min后用肉眼观察结果。
如有凝集反应可见到呈红色点状或小片状凝集块浮起。
先用肉眼看有无凝集现象，肉眼不易分辨时，则在低倍显微镜下观察，如有凝集反应，可见红细胞聚集成团。
4．判断血型根据被试者红细胞是否被A，B型标准血清所凝集，判断其血型。
（见图2-2示）
图2-2玻片法鉴定ABO血型
【注意事项】
1．采血针和采血过程必须严格消毒，以防感染。
2．滴标准血清的滴管和混匀用的牙签2根必须专用，两种标准血清绝不能混淆。
【思考题】
已知甲的血型为A型，在无血清的情况下，能否测出乙的血型？
药理学实验一、动物捉拿、编号和给药方法
药理学实验的基本知识和技术
（一）
实验动物
药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。
常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。
例如测定LD50（半数致死量）和ED50（半数有效量）需较多动物，常选用小白鼠；又如抗过敏实验多选用豚鼠，因为豚鼠对组织胺特别敏感。
通常在体心脏实验选用蛙、大白鼠、豚鼠、猫、犬；离体心脏实验常选用蛙、大白鼠、豚鼠、家兔；离体血管实验常选用蛙的后肢血管、大白鼠和家兔的主动脉等。
一、实验动物的种类选择
（一）实验动物的选择原则
1．尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；
2．选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的；
3．根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物；
4．根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能既简单又能反映研究指标的动物；
5．选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物；
6．选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物；
7．在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；
8．供实验用的动物应具备质量合格证。
（二）常用实验动物的特点
蛙和蟾蜍 离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。
小白鼠 系实验室最常用的一种动物。
易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
大白鼠 与小白鼠相似。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。
大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
豚鼠 是实验室常用动物之一。
对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。
此外，还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
家兔 温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。
亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。
猫 与家兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压较稳定，故常用于血压实验。
但价格较贵。
此外，猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。
犬 药理实验需大动物时常用犬。
常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药及抗休克药的研究等。
犬还可以通过训练，用于慢性实验研究，如条件反射、高血压的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性毒性实验。
（三）实验动物选择的注意事项
由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
实验动物的性别鉴别与编号
（一）实验动物的性别鉴别
药理学实验常用的动物中，较大的动物（如家兔、猫、犬等）可以从生殖器分辨其性别，而较小的动物（如小白鼠、大白鼠、豚鼠等）的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断，距离近者为雌性，距离远者为雄性。
（二）实验动物的编号
药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。
实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别，以便于观察。
常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等。
可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。
1．挂牌法
将号码烙压在圆形或方形金属牌上（最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈）,或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。
该法适用于狗猫、犬、兔等较大的动物。
可用特别的号码牌固定于身上。
2．打号法
用刺数钳（又称耳号钳）将号码打在动物耳朵上。
打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。
该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
3．针刺法
用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。
该法适用于大小鼠、豚鼠等。
在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
4．化学药品涂染动物被毛法
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。
如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。
该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
经常应用的涂染化学药品有：
⑴涂染红色：
0.5％中性红或品红溶液。
⑵涂染黄色：
3~5%苦味酸溶液。
⑶涂染黑色：
煤焦油的酒精溶液。
小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。
例如，在小白鼠右前肢皮肤外侧涂色标记为1号，腹部右外侧皮肤涂色标记为2号，右后肢皮肤外侧涂色标记为3号，头部皮肤涂色标记为4号，背部正中皮肤标记为5号，尾巴根部标记为6号，7、8、9号在左侧同1、2、3号，第10号不涂黄色。
大白鼠的编号与小白鼠相同。
5．剪毛法
该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。
方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
6．打孔或剪缺口法
可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。
如用剪子剪缺口，应在剪后用滑石粉捻一下，以免愈合后看不出来。
此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
实验动物的捉拿
蛙和蟾蜍 左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指握持双下肢，右手持刺针进行操作。
小白鼠 可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：
右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：
小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
大白鼠 容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部。
不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
豚鼠 性情温顺不咬人，可用左手直接从背侧握持前部躯干，体重小者用一只手捉持，体重大者宜用双手，右手托住臀部。
家兔 用右手抓住颈背部皮肤（抓的面积越大，其吃重点越分散）。
将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位。
猫 猫较为温顺，可用一只手捉住猫的颈部皮肤，另一只手托起四肢部抱起。
对凶暴猫，将手慢慢伸人笼内，轻抚猫的背、头、颈部。
一只手抓住猫的颈部，出笼外，另一只手捉住从背到腰部的皮肤。
当猫不许手接触它的皮肤时，可用皮手套用网捉拿。
犬 用一捕犬叉夹住犬颈，另一人用一粗棉带绑住嘴巴，使其不能咬人。
则系驯顺犬，可突然捉住两耳，将前足提高，然后绑嘴巴。
绑嘴的方法是将扁带绕上下颌一周，在上颌上打一结，然后转向下颌，再作一结，最后将带牵引至头后颈背上打第三结，此结上须再打一活结以固定之。
实验动物常用的给药途径与方法
蛙或蟾蜍 蛙皮下有数个淋巴囊，注药易吸收，常用腹淋巴囊。
注药时，将蛙四肢固定，使腹部向上，注射针头从蛙大腿上部刺入，经大腿肌层人腹壁肌层，再浅出至腹壁皮下，即是腹淋巴囊。
此法可避免药液外漏。
注药量一般为每只0.25～1.0ml。
小白鼠
灌胃（po）：
左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道，如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。
常用灌胃量为0.1～0.2ml/10g。
皮下注射（ih）：
可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。
注药量一般为0.1～0.2ml/10g。
肌肉注射（im）：
一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。
注射量每只一般不超过0.1～0.2ml。
静脉注射（iv）：
将小鼠置入固定器，酒精涂擦尾部，以使血管扩张。
自尾部末端刺入，刺人血管后抽针芯可见回血。
常用注射量为0.1～0.2ml/10g。
腹腔注射（ip）：
将小鼠固定后，从下腹部外侧进针，深度较皮下注射深。
常用注射量为0.1～0.2ml/10g。
大鼠 灌胃、腹腔注射、皮下注射及尾静脉注射与小鼠相似。
静脉注射也可在麻醉下行舌下静脉注射。
家兔
灌胃：
一人将兔身固定于腋下（或放置在固定箱），一手固定兔头。
另一人用兔开口器将兔口张开，压住舌头。
用导尿管涂上液状石腊后从开口器中部小孔插入食道，为避免误入气管，可将导尿管末端浸入水中，若无气泡逸出，则已进入胃中，若有气泡则插入气管，须拔出重插，待确定导管进入胃内方可注入药液，灌胃量一般为10ml/kg。
静脉注射：
将兔放入兔固定箱，剪去耳缘侧兔毛，用酒清涂擦耳部皮肤，用手指压兔耳根静脉，促使静脉充血，左手拇指和中指固定兔耳，右手持注射器（用４号或５号针头）从静脉末端刺入，注入药液少许，若无阻力，局部组织无肿胀，表明已注入血管内，继续注完药液，若有阻力或耳缘组织变白，肿胀则未进入静脉内，须拔出重新注射，直致成功。
注射药量0.5～2.0ml/kg。
注射完毕用棉团压迫注射部位，防止出血。
皮下、肌肉、腹腔注射与鼠类相似。
常用注药量分别为0.5ml/kg、1.0ml/kg、5.0ml/kg。
豚鼠 腹腔、皮下注射法同鼠类。
犬
腹腔注射：
犬被夹住后，用力将犬的颈、头压在地上，提起侧后肢，将药注入腹腔。
静脉注射：
可从后肢外侧小隐静脉或前肢皮下头静脉注射。
实验动物的取血方法
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