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锰金属配合物的合成与晶体结构及性质研究

李焕军

（德州学院化学系，山东德州253023）

摘要：

本论文设计、合成了具有抗肿瘤活性和高效催化活性功能的邻菲啰啉锰金属配合物，分别利用红外光谱、紫外光谱等方法对配合物进行了表征。

并利用光谱法、电化学法研究化合物与DNA之间的相互作用，确定模型化合物与DNA作用方式，测定了结合比和结合常数。

对阐述抗癌、抗病毒药物的作用机理、药物的体外筛选、致癌物的致癌机理的研究都是非常有意义的。

关键词：

金属配合物；合成；晶体结构；DNA

1引言

核酸是生物体的重要组成物质，它包含了遗传信息，并参与这些信息在细胞内的表达，从而促进新陈代谢过程并控制这一过程。

由于核酸介入生物的生长、发育和繁荣等正常活动，并与致癌等生命异常情况也密切相关，因此研究核酸，尤其是DNA的结构和功能的关系，将有助于人们从分子水平上理解生命现象的本质。

人们为了能够从基因水平上理解某些疾病的发病机理，并通过分子设计来寻求有效的治疗药物，常常将DNA作为药物设计很重要的作用靶之一。

人们通过研究金属配合物与DNA的反应，探讨金属配合物与DNA作用的反应机理，探索DNA的结构和构象，进而弄清金属配合物的分子结构和与DNA反应机理之间的关系，以期为设计合成出具有应用前景的低毒、高效的抗肿瘤药物提供可靠的理论依据。

随着对生命复杂体系及生命过程本质认识的不断深入，人们发现邻菲啰啉金属配合物广泛存在于金属蛋白和金属酶的活性部位，很多金属蛋白和金属酶中金属离子不仅参与了金属的储存与转移、载氧及酶催化等重要的生命活动，而且这些顺磁离子由于电子传递而产生的磁相互作用对生物体的生理和催化作用有重要的影响[1]。

近年来，这方面的研究越来越引起人们的广泛关注。

从1986年开始每年召开一次“金属在生物体内”的国际会议。

其中最引人注目的是1995年9月在德国召开的第七次生物无机化学国际会议上各国科学家专门就关于双核金属酶活性的结构、性质、功能等展开了深入的研究与讨论[2]。

然而，由于生物体的庞大以及对金属离子间的磁相互作用的影响比较复杂，目前对于生物体本身，甚至模型化合物的磁性机理的解释仍有相当的难度[3]。

因此，设计、合成金属酶和金属蛋白的模型化合物仍然是极富挑战性的前沿课题[4]。

本论文利用荧光法、紫外光谱法、红外光谱法、电化学方法等研究了邻菲啰啉金属配合物与DNA之间的相互作用机理，进一步探讨了小分子的结构与其生物活性之间的关系，不仅能帮助人们从分子水平解人的生命过程及其某些疾病的发病机理，而且还为人们通过分子设计来寻求更为有效的抗癌抑瘤药物先导物，开发出新一代高效的DNA结构探针提供理论指导。

1.1金属配合物与DNA的相互作用

80年代初，美国的Barton在研究金属配合物与DNA作用时发现，某些Ru2+和Co3+的八面体手性配合物具有识别DNA二级结构的能力，从而发展了一种能识别B型和Z型DNA的手性配合物探针，为生物无机开辟了一个新的研究领域[5]。

近年来，金属配合物与DNA键合的研究正引起人们的重视。

小分子与DNA键合常会诱发许多生物效应，如阿霉素和柔红霉素分子的芳基部分嵌入DNA碱基对之间，水合顺铂和DNA链上的鸟嘌呤基配位而使它们具有抗癌作用。

所以，研究金属配合物与DNA的相互作用，了解金属配合物与DNA作用的模式，在此基础上，通过研究金属配合物的抗肿瘤活性和其与DNA作用模式之间的关系，来寻求一种通过化学方法对抗肿瘤药物进行初步筛选的方法[6]。

小分子与核酸结合的部位是核酸的碱基、磷酸骨架和戊糖环。

DNA分子中平行堆积的碱基、聚合的阴离子磷酸骨架和两条核苷酸链螺旋形成的大沟、小沟组成了小分子识别位点。

作用方式大致可分为三种：

非共价结合、共价结合和切割作用。

近期研究表明，小分子与DNA相互作用方式还有“半嵌插结合”[7]，由于超分子化学的发展，分子与核酸还涉及到长距组装[8]。

一般来说，配合物与DNA的结合按照化学键来划分主要有共价键和非共价键两种，其中非共价键对了解金属配合物的抗肿瘤活性和其与DNA作用模式之间的关系起着非常重要的作用，它主要包括以下三种方式：

（a）静电作用：

核酸是一种带负电荷的多聚阴离子，通常以钠盐形式存在。

金属离子及许多配合物带有正电荷，因此它们可以与核酸在外层通过静电发生作用；（b）沟槽作用：

配合物结合在DNA的沟面，主要靠碱基疏水起稳定作用；（c）插入作用。

配合物以含有平面芳香杂环的配体插入DNA，并且与DNA中的碱基对互相重叠，通过π-π堆积作用相互结合[9]。

图1-1所示为平面分子以插入方式与DNA链作用后所导致的DNA分子的畸变。

（a）双螺旋DNA的正常华生-克立克（Watson-Crick）结构；（b）配合物中平面分子

（b）插入DNA双螺旋链的碱基之间后导致的DNA的畸变

图1–1正常DNA与畸变DNA示意图

1.2研究金属配合物与DNA作用的常用方法

为探讨DNA与其靶向分子间的相互作用，许多方法及技术被引入此研究领域。

如，紫外可见吸收光谱、红外吸收光谱、荧光光谱、电化学、热重等实验方法。

1.2.1紫外光谱法

由于核酸分子本身有光吸收活性，许多小分子与核酸结合后，对核酸或小分子的吸收光谱都会引起变化。

紫外/可见吸收光谱法[10]是研究小分子与核酸相互作用机理的最常用、最方便的方法。

含有碱基生色团的双螺旋结构DNA分子，其UV/Vis吸收光谱在280nm附近有一强的吸收峰，某些小分子如金属配合物亦有吸收谱带，可根据相互作用前后DNA或其它分子的吸收谱带的变化对二者相互作用模式进行判断[11]。

对DNA的吸收光谱来说，如导致DNA分子的轴向变化即其构象变化，则产生减色效应及红移现象，且作用越强减色效应越明显；如导致DNA双螺旋结构的破坏，则产生增色效应[12]。

1.2.2荧光光谱法

荧光光谱作为一种快速、灵敏的谱学技术用于DNA与其它分子相互作用的研究。

尤其是荧光光谱法[13]可以作为一种研究具有荧光特性靶向化合物的理想方法，根据相互作用前后荧光强度的变化，对二者作用模式进行判断。

对于自身荧光较低的某些金属配合物来说，当与DNA发生嵌插作用时，荧光碎灭受到抑制，配合物的荧光强度增强[14]。

1.2.3电化学方法

循环伏安法：

该法是研究药物与DNA作用方式的有力工具之一，当配合物分子中存在插入基团，且以插入方式与DNA结合时，由于配合物的扩散系数大幅度下降，导致其还原峰电流下降，峰电位的移动也表明，配合物与DNA分子中带负电荷的磷酸基团可能存在静电结合[15]。

2实验

2.1实验仪器与试剂

DGG-101-0电热鼓风干燥箱（带控温仪）；

水热反应釜（25ml）；

X-4数字显示显微熔点测定仪（未做进一步修正）；

电子天平（万分之一）；

TENSOR27（BRUKER）傅立叶红外光谱仪；

Perkin-Elmer240型元素分析仪；

Reference600电化学综合测试仪（GMARY公司，美国）；

pH计：

pHS-3BpH／pIon计，（上海，中国）；

KQ-B型玻璃仪器气流烘干器（巩义市英峪子华仪器厂）；

UV-2450紫外光谱仪（岛津制作所，日本）；

KQ-250DB型数控超声波清洗器（昆山市超声仪器有限公司）；

HitachiF-4500荧光分光光度计（日本日立公司）；

Ag/AgCl参比电极（上海恒誉水分析仪器厂）；

铂丝为对电极；

玻碳电极（天津艾达恒晟科技发展有限公司）；实验前，玻碳电极依次使用1.0、0.3和0.05μm的a-Al2O3抛光粉抛光，用二次水洗涤后再用超声波处理。

然后用处理的玻碳电极测0.001mol/L铁氰化钾和0.1mol/L氯化钾的氧化还原峰，检测玻碳电极是否处理合格。

二硫化碳（AR，天津化学试剂一厂）；

水合肼（AR，天津化学试剂一厂）；

乙醇（AR，天津大茂化学试剂厂）；

盐酸（AR，天津大茂化学试剂厂）；

三乙胺（AR，天津大茂化学试剂厂）；

邻菲啰啉（AR，天津大茂化学试剂厂）；

鲱鱼精DNA（朋远生物）；

氢氧化钾（AR，天津化学试剂一厂）；

氢氧化钠（AR，天津市北方天医化学试剂厂）；

氯化锰（AR，上海亨达精细化学品有限公司）；

铁氰化钾（AR，天津市河东区红岩试剂厂）；

氯化钾（AR，天津市大茂化学试剂厂）；

硼酸（AR，铁岭地区开原化工厂）；

冰乙酸（AR，天津市盛奥化学试剂有限公司）；

磷酸（AR，天津市北方天医化学试剂厂）；

N,N-二甲基甲酰胺（AR，天津市富宇精细化工有限公司）；

去离子水：

本实验室自制。

2.2配体的合成

虽然噻二唑环系的合成已有不少文献报道，但往往合成复杂且合成路线较长。

本文采用文献报道的较简单的合成路线（Scheme1）合成了2,5-二巯基-1,3,4-噻二唑（HDMTD）[16]。

在带有电动搅拌器、回流冷凝管和滴液漏斗的反应装置中，加入34gKOH和160ml水，搅拌溶解后冷却至室温，加入32g80%的水合肼和20mg的三乙胺，并于5℃下滴加134gCS2，搅拌2h。

再升温至80℃，反应2.5h，冷却至室温后过滤，用减压蒸馏装置脱除未反应的CS2。

在带搅拌的烧杯中使用盐酸进行酸化至pH值为0.5～1.0，有大量淡黄色产物析出，用布氏漏斗滤出粗产品，用无水乙醇重结晶得黄色产物。

产率71%。

熔点：

164℃。

红外光谱数据（KBr压片，cm–1）：

3443w，1632s，1500m，1474w，1448s，1385vs，1269w，1234w，1113m，1051w，717w，654m，534w.

Scheme1

2.3配合物的合成

将MnCl2·6H2O（39.6mg，0.2mmol）、DMTD（60mg，0.4mmol）、phen（198.22mg，0.1mmol）、氢氧化钠（16mg，0.4mmol）和10ml去离子水混合放入水热釜中，在6小时内升温至150℃，在150℃下恒温36小时，然后在24小时内缓慢冷却至室温，得到橙黄色块状晶体。

2.4锰配合物性质的研究

2.4.1锰配合物的紫外光谱测定

取少量锰金属配合物晶体溶于N,N-二甲基甲酰胺中，浓度为2.5×10-5mol/L,用1cm的石英比色皿，在UV-2450紫外光谱仪上，以N,N-二甲基甲酰胺作参比，在波长190~500nm范围内，以扫速4800nm/min进行扫描，得紫外吸收曲线。

2.4.2锰配合物与DNA相互作用的荧光光谱研究

在10mL的比色管中，加入适量的锰金属配合物晶体和5mlDMF溶液，将配好的溶液倒入1.0cm的石英皿中，在荧光分光光度计上以扫速3000nm/min进行荧光测量。

然后依次加入等量的鲱鱼精DNA溶液，并于室温下充分反应，再在1.0cm的石英皿中进行荧光测量。

2.4.3锰配合物与DNA相互作用的电化学研究

于5mLpH=2.76的BR缓冲溶液中，加入5mL锰金属配合物晶体溶液，用上述电化学分析仪记录体系的循环伏安曲线；然后加入不同量鲱鱼精DNA，充分作用后测定相应的曲线。

电位范围从-0.4V到0.7V，扫速为0.1V/s。

3结果与讨论

31锰金属配合物的结构分析

锰配合物晶体的分子结构图见图3-1，晶体结构堆积图见图3-2，氢键图3-3，主要衍射数据见表3-1，非氢原子的原子坐标和等效温度因子列于表3-2，单晶的部分键长值、键角值与部分氢键键长值列于表3-3和表3-4。

图3-1锰配合物的晶体结构图图3-2锰配合物的晶体结构堆积图

图3-3晶胞氢键图

表3-1锰配合物的主要品体衍射数据

EmpiricalformulaC26H17ClMnN6S3

Formulaweight600.03

Temperature296

（2）K

Wavelength0.71073Å

Crystalsystem,spacegroupTriclinic,p-1

Unitcelldimensionsa=8.9604（13）Aalpha=98.215

（2）deg.

b=9.0157（13）Abeta=94.659

（2）deg.

c=16.929（3）Agamma=108.398

（2）deg.

Volume1272.7（3）A3

Z,Calculateddensity2,1.566Mg/m3

Absorptioncoefficient0.899mm-1

F（000）610

Crystalsize0.30×0.25×0.20mm

Thetarangefordatacollection2.42to27.89deg.

Limitingindices-10≤h≤11,-11≤k≤5,-19≤l≤21

Reflectionscollected/unique7828/5692[R（int）=0.0103]

Completenesstotheta=27.8993.7%

AbsorptioncorrectionSemi-empiricalfromequivalents

Max.andmin.transmission0.8407and0.7742

RefinementmethodFull-matrixleast-squaresonF2

Data/restraints/parameters5692/0/338

Goodness-of-fitonF21.033

FinalRindices[I>2sigma（I）]R1=0.0302,wR2=0.0814

Rindices（alldata）R1=0.0366,wR2=0.0854

Largestdiff.peakandhole0.353and-0.324e.A-3

表3-2锰配合物的非氢原子的原子坐标和等效温度因子（A2*103）

________________________________________________________________

ATOMxyzU（eq）

________________________________________________________________

（1）3963

（1）3813

（1）2255

（1）33

（1）

（1）1382

（1）4208

（1）1654

（1）42

（1）

（2）2153

（1）7301

（1）2886

（1）42

（1）

S（3）686

（1）9414

（1）3889

（1）54

（1）

（1）5665

（1）6614

（1）2628

（1）43

（1）

（1）5650

（2）2768

（2）2883

（1）37

（1）

（2）3194

（2）3466

（2）3491

（1）36

（1）

N（3）2576

（2）1291

（2）1508

（1）34

（1）

N（4）5026

（2）3535

（2）1069

（1）34

（1）

N（5）-653

（2）5501

（2）2261

（1）45

（1）

N（6）-752

（2）6752

（2）2803

（1）46

（1）

（1）6801

（2）2351（3）2575

（1）46

（1）

（2）7775（3）1698（3）2995

（2）58

（1）

C（3）7574（3）1514（3）3765

（2）56

（1）

C（4）6405

（2）1991

（2）4129

（1）45

（1）

C（5）6166（3）1898（3）4947

（1）56

（1）

C（6）5017（3）2346（3）5264

（1）54

（1）

C（7）3966

（2）2896

（2）4792

（1）41

（1）

C（8）2696（3）3292（3）5087

（1）51

（1）

C（9）1714（3）3735（3）4592

（1）52

（1）

C（10）1991（3）3803（3）3793

（1）45

（1）

C（11）4170

（2）3004

（2）3983

（1）33

（1）

C（12）5443

（2）2585

（2）3654

（1）35

（1）

C（13）1378

（2）196

（2）1722

（1）44

（1）

C（14）462（3）-1200（3）1201

（1）50

（1）

C（15）788（3）-1470

（2）434

（1）49

（1）

C（16）2046

（2）-330

（2）178

（1）39

（1）

C（17）2448（3）-515（3）-625

（1）49

（1）

C（18）3679（3）596（3）-836

（1）48

（1）

C（19）4618

（2）1982

（2）-275

（1）38

（1）

C（20）5942

（2）3139（3）-465

（1）45

（1）

C（21）6777

（2）4425（3）108

（1）47

（1）

C（22）6272

（2）4596

（2）865

（1）41

（1）

C（23）4220

（2）2221

（2）511

（1）31

（1）

C（24）2912

（2）1031

（2）743

（1）32

（1）

C（25）822

（2）5603

（2）2239

（1）35

（1）

C（26）563

（2）7840

（2）3205

（1）39

（1）

________________________________________________________________

表3-3锰配合物的部分键长[A]和键角数值[0]_____________________________________________________________

（1）-N

（1）2.2866（16）

（1）-N

（2）2.2870（15）

（1）-N（4）2.3063（15）

（1）-N（3）2.3356（16）

（1）-Cl

（1）2.4609（6）

（1）-S

（1）2.5988（6）

（1）-C（25）1.7133（19）

（2）-C（26）1.7446（19）

（2）-C（25）1.7677（19）

S（3）-C（26）1.666

（2）

_____________________________________________________________

表3-4锰配合物的部分氢键数值

D-H...A

d（D-H）

d（H...A）

d（D...A）

<（DHA）

N（6）-H（6A）...Cl

（1）#1

0.97（3）

2.21（3）

3.1614（18）

165

（2）

3.2锰配合物与DNA的电化学研究

3.2.1pH值对锰配合物与DNA相互作用的影响

在0.2mol/LBR缓冲溶液中，对锰金属配合物的还原峰电流（Ipc）与pH值的关系进行实验。

发现随着pH值的增大，Ipc的值先是增加，当pH值为2.76时，Ipc达到最大值，之后Ipc逐渐降低。

因此，选择该反应的pH值为2.76

3.2.2锰配合物与DNA相互作用的CV特性

图3-4中曲线1为2.5×10-4mol/L锰金属配合物在0.2mol/LpH=2.76BR缓冲溶液中的循环伏安曲线（CV）。

图中可观察到锰金属配合物有一对准可逆氧化还原峰。

曲线2~5分别为加入不同浓度DNA时锰金属配合物的循环伏安曲线，氧化还原峰电流（Ipc和Ipa）随加入DNA浓度的增加而逐渐降低，氧化峰和还原峰电位正移。

峰电位的移动和峰电流的变化证明生成了新的复合物，使锰金属配合物的平衡浓度或者扩散速度减小，因此峰电流降低。

在小分子与DNA结合的三种方式中，Bard提出[17]，当小分子与DNA发生作用时，如果E0'向负方向偏移，则小分子与DNA发生静电作用；如果E0'向正方向偏移，则发生嵌插作用。

根据图3-3计算的结果，可初步推断锰金属配合物与DNA发生嵌插作用，即锰金属配合物嵌插到DNA的碱基对中。

图3-4锰金属配合物的循环伏安曲线

C[Mn（phen）3][Mn（DMTD）4]:

2.5×10-4mol/L;

CDNA:

（1）0mol/L;

（2）1.82×10-3mol/L;（3）3.63×10-3mol/L;（4）7.26×10-3mol/L;（5）14.52×10-3mol/L;

支持电解质:

pH.2.76的BR缓冲溶液；扫速:

0.1V/s

3.2.3扫速对锰配合物还原峰电流的影响

图3-5中，曲线1~5分别为扫描速度在0.05V/s~0.25V/s范围内的循环伏安曲线，氧化还原峰电流（Ipc和Ipa）随扫描速度的增加而逐渐增加，氧化峰和还原峰电位正移。

峰电位的移动和峰电流的变化证明该电极反应为锰金属配合物的扩散所控制。

图3-5锰金属配合物的循环伏安曲线

C[Mn（phen）3][Mn（DMTD）4]:

2.5×10-4mol/L;

扫速:

（1）0.05V/s;

（2）0.1V/s;（3）0.15V/s;（4）0.2V/s;（5）0.25V/s;

当扫速在0.05V·s-1～0.25V·s-1范围内，Ipa与扫速的平方根成线性关系。

图3-6是Ipa与V1/2的关系曲线，其线性方程为Ipa=70.034V1/2-15.46，线性相关系数γ=0.99973。

表明该电极反应为扩散所控制。

图3-6锰金属配合物的扫速与Ipa关系图

3.2.4DNA-锰配合物的结合比及结合常数

一般情况下，可以假定金属配合物ML与DNA只形成一种复合物，即DNA-nML，则溶液中存在下列平衡：

DNA+nML=DNA-nML（n=1，2，3，…或1，1/2，1/3，…）

结合常数可表示为：

（1）

可推出下列方程：

ΔIp,max=KCDNA

（2）

ΔIp=K[DNA-nML]（3）

[DNA]十[DNA-nML]=CDNA（4）

ΔIp,max-ΔIp=K（CDNA-[DNA-nML]）（5）

ΔIp,max-ΔIp=K[DNA]（6）

将方程（3）和（6）代入方程

（1）得

（7）

式中，CDNA和[DNA]分别代表DNA的分析浓度和平衡浓度，[ML]代表金属配合物的平衡浓度，△Ip和△Ip,max分别代表加入DNA前后ML的氧化（或还原）峰电流的差值和最大差值。

对于不同的n值，就有不同的△Ip-1~[ML]-n关系曲线。

根据方程（7），取合适的n值，则△Ip-1~[ML]-n作图应为一条直线，由该直线的斜率和截距可求得结合常数β，其n值则为结合比。

图3-7为存在及不存在DNA时，改变锰金属配合物浓度所得的还原峰电流与锰金属配合物浓度的关系曲线。

图3-7中曲线1为锰金属配合物的还原峰电流与其分析浓度的关系曲线。

曲线2为加入1.82×10-4mol/LDNA后，锰金属配合物的还原峰电流与其分析浓度的关系曲线。

曲线3为曲线1与曲线2的电流差值

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